Conjunto de manuales

-685800048006000ñkkljjkhhj 571500106680 8115300137795 RESPONSABLES: Ing. Cipriano Fuentes Verduzco MC. Francisco Ariel Camacho Inzunza Juan José Ríos, Ahome Sinaloa. a junio de 2008. 4953000152400-533400152400 MC. Héctor Melesio Cuén Ojeda Rector de la Universidad Autónoma de Sinaloa Med. Esp. Jesús Madueña Molina Secretario General de la Universidad Autónoma de Sinaloa. MC. Cesar Arturo Palacios Mondaca Director de la Escuela Superior de Agricultura del Valle del Fuerte MC. Artemio Herrera Inda Secretario Académico de la Escuela Superior de Agricultura del Valle del Fuerte Ing. Cipriano Fuentes Verduzco MC. Francisco Ariel Camacho Inzunza Responsables del Laboratorio de Fisiología Vegetal Juan José Ríos, Ahome Sinaloa. a junio de 2008. INTRODUCCION El propósito de este manual es preparar al alumno, guiarlo ya que irremediablemente se debe de contar con este manual de Fisiología Vegetal. El presente manual tiene como propósito que el alumno comprenda los procesos fisiológicos que suceden en las plantas, teniendo en cuenta el estudio de la fisiología vegetal I, recordando que esta estudia el funcionamiento de las plantas a nivel celular y a nivel comunidad, analiza y explica la forma en que los procesos y funciones que gobiernan su conocimiento y desarrollo, ocasionados por cambios en el ambiente como la luz y temperatura. También explica las funciones de cada órgano, tejidos, célula y organelo celular de plantas, así como la de cada constituyente químico. Además, estudia la materia viva en un desarrollo progresivo desde los conceptos básicos hasta los más complejos ligados a las leyes físicas y químicas. Donde, el tamaño y la forma de una planta se debe en gran parte al numero, la morfología, por ejemplo los tejidos conductores de la planta están formados por células estructuralmente bien equipadas para el transporte de grandes cantidades de agua y sustancias nutritivas. Así mismo, la relación que existe entre la estructura celular y el funcionamiento de las hojas y las raíces de una planta. La fisiología vegetal ayuda al hombre a entender la función de las plantas en su entorno, por lo tanto es parte fundamental de los conocimientos, avances más recientes en la agricultura y otros campos de la botánica. Para obtener información básica de cómo y por que las plantas crecen y se desarrollan; para conseguir y optimizar con ello un mejor manejo de los cultivos y ampliar las posibilidades en la producción de alimentos para el crecimiento desmedido de la población mundial. Es importante contar con un manual de prácticas el cual guía al alumno sobre lo que va a realizar y conocer su metodología así como sus materiales, haciendo práctico su actividad en el laboratorio. Algunas practicas explicadas requieren de un tiempo para su elaboración que va desde algunas horas hasta días, debiendo ser necesario prepararlas con anticipación por lo que es recomendable que se revise el manual para planear y preparar la practica; al final de cada practica el alumno deberá de concluir con sus palabras de los resultados obtenidos en cada una de ellas. Se han introducido también aspectos metodológicos para que el estudiante se vaya familiarizando con la formalización de su trabajo y sobre todo para que pueda fundamentar y medir el alcance del conocimiento adquirido. Con esto, el estudiante será el encargado de analizar y valorar su trabajo, al finalizar la práctica tendrá que entregar un reporte haciendo una investigación bibliografica respecto al tema de la práctica realizada y concluirá REGLAS DEL LABORATORIO Estas reglas son necesarias y recomendadas para laboratoristas y alumnos que participan en las prácticas: El laboratorista se encarga de elaborar y publicar el horario de prácticas. El laboratorista tendrá que usar y conservar limpio todo el material. El laboratorista tendrá que estar puntualmente a la hora de la práctica y al no poder realizarla, notificar a los alumnos un día antes de la suspensión de la práctica. El laboratorista deberá preparar un día antes el equipo y material para la realización de cada práctica. El laboratorista tendrá la suficiente autoridad para sancionar a los alumnos que ocasionen y perjuicios en el laboratorio. Asistencia de los alumnos a práctica: se pasará lista de asistencia al inicio y término de cada sesión. Disciplina: no introducir alimentos al laboratorio, atención durante la explicación de la practica, tener cuidado con el material y equipo que se utilice. Normas de Seguridad Específicas en la Práctica Tipo de peligroComo evitarloComo proceder en casode un accidenteQuemaduras por fuegoManeja las sustancias flamables del área del mechero.No flamees con el mechero los matraces que contengan tales sustancias aún cuando están muy diluidas.No prendas un mechero de gas con otro mechero.Avisa de inmediato al instructor. Utiliza el botiquín de primeros auxilios.La pomada de picrato se puede utilizar en caso de quemadas.Inhalación de algún contaminante.Mantener una distancia prudente del compuesto a degradar.A destapar el recipiente que lo contiene, hazlo volcando la tapa hacia ti.Dirígete de inmediato a un área abierta libre de los gases.Da aviso de inmediato al instructor.Incendio por el uso de lámpara de alcohol, en las preparaciones al microscopio.Sigue las reglas de seguridad y las instrucciones del instructor.No agites los mecheros y mantenlos en posición vertical.No permitas que la cantidad de alcohol sobrepase las ¾ de capacidad del mechero.Avisa de inmediato al instructor.Trata de sofocar el incendio una bata de algodón es una buena herramienta para ello.Sigue las instrucciones del extinguidor en aviso necesario. EVALUACION DE PRÁCTICAS DE LABORATORIO El trabajo se realizará en equipo. Las prácticas realizadas por los alumnos tendrá que evaluarse en base a los siguientes requisitos: Asistencia a prácticas, estas serán firmadas por el laboratorista. La entrega del reporte de prácticas será individual y deberá ser entregada a los 8 días de realizada, para ser calificada. El contenido de reporte de práctica deberá contener: Hoja de presentación (nombre de la institución, alumno, maestro del laboratorio, maestro de la materia, materia, grupo y grado, fecha de entrega), Titulo, introducción, material, metodología, resultados (dibujos y observaciones) y conclusiones. El reporte deberá entregarse en forma manuscrita y que presente limpieza. La calificación del laboratorio se realizará de la siguiente manera: Cada práctica tendrá un valor del cero al diez, se promediaran en el total de prácticas realizadas; además, se tomará en cuenta la asistencia y disciplina. Agregar una cuartilla de información referente al tema que se trate (Investigación documental), con su respectiva cita bibliográfica. La Investigación Documental, se define como el proceso por el cual se busca la información a través de los centros de documentación, bibliotecas, Internet, archivos y en general cualquier lugar donde se pueda encontrar documentos para obtener los datos necesarios sobre el tema seleccionado. Como citar información obtenida de libros: Autor. Año. Titulo. Edición. Editorial. Paginas consultadas. País. Ejemplo: Devlin, R. M. 1982. Fisiología Vegetal. Cuarta edición. Ediciones Omega. Pp 45-82. España. Como citar información obtenida de revistas: Autor. Año. Titulo del artículo. Nombre de la revista. Volumen o año o número. Paginas del artículo. País. Ejemplo: Bernstein, L. 1963. Osmotic adjustment of plants to saline media. II. Dymanic phase. Amer. Journal of Botany 50(4): 360. Como citar información obtenida de Internet: Internet: Autor. Año. Titulo. Fecha de consulta. Disponible en: se escribe la dirección de la página donde se encuentra la información; en caso de no traer autor se le pone anónimo. PREPARACIÓN DE DISOLUCIONES: SOLUCIONES MOLARES Introducción La disolución es una mezcla homogénea, es decir, que consta de una sola fase formada por dos o más sustancias, cuyos componentes no pueden separarse por medios mecánicos, pero sí, en general, por destilación. El componente que está en mayor proporción se denomina disolvente, y los que están en proporción menor, soluto. Para identificar una disolución hay que indicar no sólo los componentes que la forman, sino también en qué proporción se encuentran. Por ello se recurre a especificar la concentración, que indica la cantidad de soluto disuelto en una cantidad fija de disolvente o de disolución. Ésta puede expresarse en: peso o en volumen, Fracción molar, Normalidad, Molalidad y la Molaridad, la cual es el número de moles de soluto contenidos en un litro de disolución. Si una molécula gramo de una sustancia soluble en agua se disuelve en suficiente agua para formar un litro de disolución, se obtiene una solución molar (M) de esta sustancia. Un litro de solución molar contiene un número de moléculas del soluto disuelto igual al de Avogadro (número de moléculas existentes en un mol de cualquier sustancia; es igual a 6,02310 ²³). Por ejemplo, si se disuelven 180.16 g de glucosa en agua suficiente para preparar 1 litro de solución se obtendrá una disolución de glucosa de 1 M. Si se prepara 1 litro de solución con un peso doble de glucosa, se obtendrá una solución 2 M. Una disolución de glucosa 1 M contiene el número de Abogadro de moléculas de glucosa por litro, y una disolución 2 M contendrá un número doble de moléculas. Objetivo Que el alumno sepa realizar soluciones molares de sacarosa y cloruro de sodio. Material Agua destilada Balanza Azúcar Sal Probetas Agitador Papel Tabla periódica calculadora Metodología Se obtiene el peso molecular del cloruro de sodio (NaCl) y el azúcar (C12H22O11). Determinar el peso molecular (para obtener g/l) Se pesa primero el recipiente, se suma el peso de sal, se hecha un poco de agua en la probeta y la disolvemos. Se pesa el otro recipiente, se suma el peso de sacarosa, se hecha un poco de agua destilada en la probeta y la disolvemos. Una vez disueltos los solutos aforamos a 50 ml. Resultados. Realice el dibujo correspondiente a lo observado y concluya. DIFUSION: LEY DE GRAHAM Introducción Los procesos de difusión en general, así como la osmosis y la imbibición, están íntimamente ligados con la función esencial del transporte de agua y solutos, desde el punto de origen hasta el punto de actividad. La dirección de difusión de una sustancia es determinada por la diferencia de su concentración en las diferentes partes del espacio disponible, cada sustancia se difunde independientemente de otras hasta que todas se encuentran distribuidas uniformemente. Aunque la dirección de la difusión no se altere, la velocidad e intensidad puede ser afectada por varios factores. Debido al movimiento de las partículas estas se pueden distribuir uniformemente en el espacio disponible de tal manera que estas se moverán de una zona de mayor concentración a otra de menor concentración. La velocidad de este movimiento de difusión depende del gradiente, la cual está determinada por la diferencia entre las concentraciones de las sustancias en dos regiones y por la distancia que los separa. La ley de difusión de Graham resume el siguiente principio: “Las velocidades de difusión de los gases son inversamente proporcionales a las raíces cuadradas de sus densidades”. Esta función de lo anterior se tiene la ecuación siguiente: Donde: V1 y V2 = Velocidad de difusión de los gases 1 y 2. D1 y D2 = Densidad de los gases 1 y 2. Objetivo El alumno estimará las velocidades relativas en las cuales el NH3 (amoniaco anhidro) y el HCL (ácido clorhídrico), se difunden el uno hacia el otro, con las velocidades que dependen de la masa o densidad de sus moléculas. Materiales1 tubo de cristal transparente de 30 – 60 cm de longitud Pinzas Algodón Cinta o regla graduada 2 tubos de ensayo que contengan NH4OH y HCl Soporte universal con pinzas Jeringas hipodérmicas Metodología Se coloca el tubo de vidrio en posición horizontal sobre el soporte universal Se colocan tapones de algodón en ambos extremos del tubo Con las jeringas hipodérmicas se toman dos mililitros de NH4 y dos mililitros de HCl con la otra jeringa. Se colocan las jeringas en los extremos del tubo y se inyecta el contenido de tal manera que moje los tapones de algodón, esta operación debe de realizarse en forma simultánea. Con las dos jeringas. Observe el tubo hasta que aparezca en forma nítida un anillo blanco, mida la distancia de los extremos al lugar en donde se formó el anillo. Compare sus resultados con la relación de la raíz cuadrada de los pesos moleculares del HCL y del NH3 (sustancia que se difunde del NH4OH). Resultados Realice el dibujo correspondiente a lo observado y concluya. EFECTO DE LA PRESION OSMÓTICA EN LA GERMINACIÓN Introducción El paso de las moléculas al interior de las células está regido por la permeabilidad de las membranas, existiendo compuestos que penetran siguiendo las leyes de la difusión. Cuando las moléculas no penetran por difusión, lo hacen por osmosis. La presión osmótica es la fuerza que debe de aplicarse para impedir el movimiento del solvente hacia el lugar donde existe mayor concentración de soluto. La imbibición de la semilla se da cuando en su interior existe mayor concentración de soluto que en el exterior, si esto no sucede, la semilla no se humedece y por lo tanto no germina. La germinación es el crecimiento y continuación del desarrollo del embrión hasta el momento de romper sus envolturas (pericarpio o testa) para que la radícula y el talluelo o gemula broten, la cual, comprende las siguientes etapas: imbibición, hidratación y activación de enzimas, división y extensión celular, resurgimiento (ruptura de la testa y emergencia de la plántula) y establecimiento de la plántula. Objetivo Que el alumno observe el efecto que tienen las soluciones de diversas presiones osmóticas sobre la germinación de las semillas Material Cámara de germinación Termómetro Soluciones de sacarosa y de cloruro de sodio de 0, 0.3, 0.5, 0.7 y 1.0 molar Agua destilada Papel filtro Cajas petri Semillas diversas: trigo, frijol y maíz Procedimiento Colocar en cajas petri dos círculos de papel filtro y se humedecen cada una de las diversas soluciones de sacarosa y de cloruro de sodio. Poner dos repeticiones para cada concentración (0, 0.3, 0.5, 0.7 y 1.0 molar). Se continua con la colocación de las semillas, con la misma orientación, en las cajas petri (maíz, frijol y trigo), con sus respectivas repeticiones. Colocar las cajas petri con las semillas en la cámara de germinación a 25 °C, sin luz. Cada 24 horas deberá tomar lectura del número de semillas germinadas, durante cinco días. Deberá graficar los datos de concentración contra porcentaje de germinación. ¿Qué condiciones del suelo podrían evitar que germine la semilla, con respecto a la presión osmótica? INFLUENCIA DE LA TESTA EN LA VELOCIDAD DE IMBIBICION DE LA SEMILLA Introducción La imbibición puede ser considerada como un tipo especial de difusión, en ella el movimiento de agua se realiza según su gradiente. Existen condiciones necesarias para que se realice, en la cual debe de existir un gradiente de potencial hídrico entre la sustancia que embebe y el liquido imbibiente y además, debe de existir cierta afinidad entre los componentes de la sustancia que se imbibe y el liquido imbibiente. Tanto en células vegetales vivas como en muertas se encuentra una gran cantidad de sustancias coloidales hidrofilicas las cuales presentan una gran atracción por el agua. Los factores que afectan la imbibición son: la temperatura y presión osmótica de la sustancia que va ser imbibida; presencia de solutos en la sustancia que embebe lo que ocasiona una disminución de la velocidad de imbibición y la cantidad de agua absorbida. La imbibición es importante porque es el primer estadío en el proceso de la germinación ya que actúa ablandando las cubiertas e hidratando al protoplasma. Existen semillas que presentan una cubierta dura que impide la absorción de agua, por ejemplo: el durazno, nogal, ciruela, etc. Y en otras esta cubierta es totalmente permeable. Objetivo Observar el efecto de la testa en la velocidad de imbibición en semillas secas y determinar los cambios de peso y volumen que resultan de la imbibición. Material Balanza Navajas Probetas graduadas (100 ml) Papel filtro Semillas secas (habas, frijol, entre otras) Procedimiento Se pesan dos grupos de 25 semillas, procurando que posean casi el mismo peso, ambos casos. Clasificar las semillas como grupo “A” y grupo “B”. Manejo del Grupo “A” (semillas sin testa): Quitar la testa, sin dañar al embrión Se pesan las 25 semillas sin testa Se determina el volumen y se anota Se pone a remojar las semillas sin testa Cada tres horas retire del agua a las semillas, séquelas con papel absorbente, se determina de nuevo el volumen, se vuelven a secar y se pesan de nuevo y se colocan en agua nueva Esta operación se debe de repetir hasta que no haya aumento en el peso. Exprese los resultados en una grafica, donde el tiempo debe de colocarse en el eje horizontal y en el eje vertical el aumento de peso y volumen registrado en cada pesada Manejo del Grupo “B” (semillas con testa) Se pesan 25 semillas dejándose intactas Se determina el volumen y se anota Se pone a remojar las semillas sin testa Cada tres horas retire del agua a las semillas, séquelas con papel absorbente, se determina de nuevo el volumen, se vuelven a secar y se pesan de nuevo y se colocan en agua nueva Esta operación se debe de repetir hasta que no haya aumento en el peso. Exprese los resultados en una grafica, donde el tiempo debe de colocarse en el eje horizontal y en el eje vertical el aumento de peso y volumen registrado en cada pesada De los resultados que se obtengan de lo anterior, indique las observaciones entre el aumento de peso y volumen de ambos grupos de semillas. IDENTIFICACIÓN Y DISTRIBUCIÓN ESPACIAL DE ESTOMAS Introducción Los estomas son pequeñas aberturas localizadas en ambas superficies (haz y envés) de la epidermis de las hojas. Se forman a partir de divisiones diferenciales en la protodermis. Las partes de un estoma incluye dos células oclusivas que generalmente poseen forma arriñonada y una abertura situada entre ellas denominado poro estomático. La función más importante de los estomas es la de regular la transpiración y el intercambio gaseoso. La densidad, longitud y ancho de estomas pueden variar entre y dentro de una misma especie, esto puede ser ocasionado por la constitución genética del genotipo, ambiente (riego o temporal), interacción del genotipo con el medio ambiente, posición y lado de la hoja, intensidad de luz, altura de planta, etc., además, estos rasgos son altamente heredables y pueden manipularse con los métodos de mejoramiento genético de los cultivos. En algunas plantas el número de estomas en la superficie abaxial frecuentemente excede al de la superficie adaxial y según la posición de las hojas en las plantas se encuentran más estomas en las superiores que en las inferiores. Además, las plantas presentarán mayor frecuencia estomática en las hojas expuestas al sol que a la sombra. Objetivo Identificar y localizar la distribución de estomas por el haz y el envés de hojas de diferentes especies vegetales. Material Microscopio Biológico Portaobjetos Cinta Scotch Esmalte para Uñas (Transparente) Etiquetas Autoadheribles (Pequeñas) Lápiz Hojas de Diferentes Especies Vegetales Metodología Seleccione una hoja que se localice en la posición intermedia de la planta. Muestrearla por el haz y por el envés en su parte basal, media y apical, en cada una de estas partes agregue esmalte sobre la superficie con uno o dos brochazos para dejar una película delgada. Se deja reposar por cuatro minutos para que seque un poco el esmalte. Colocar un trozo de cinta scotch sobre la película de esmalte y procure presionar ligeramente. Desprenda la cinta y obtendrá la cutícula con estomas. Pegar las muestras sobre el portaobjetos e identifique su muestra con una etiqueta y anote si pertenece a la muestra del haz o del envés y de la parte basal, media y apical, fecha, equipo y grupo. Las muestras serán observadas al microscopio biológico a 10 X para localizar y 40 X para dibujar y cuantificar el número de estomas. Resultados y Conclusión Realice el dibujo correspondiente a lo observado. ¿los estomas observados tanto por el haz como por el envés presentaron la misma distribución y número de estomas? METODOS PARA MEDIR LA TRANSPIRACIÓN Introducción La transpiración consiste en la evaporación del agua a través de las membranas celulares y obedece a las leyes de la difusión, algunas moléculas de agua rompen la tensión superficial por la energía cinética de que están dotadas y escapan al ambiente, dado que este tiene por lo general menor que el de la hoja, es decir, existe un gradiente descendente entre la hoja y la atmósfera. Los principales factores climáticos que influyen en la transpiración son el viento, humedad atmosférica y temperatura. Así pues, el aire cuanto más húmedo sea más se aproxima a la concentración de agua en la hoja y el gradiente será menor con lo cual disminuye la evaporación, no así un aumento de temperatura, que además de su efecto sobre la humedad relativa del aire, hace que las moléculas de agua tengan mayor energía cinética, y por lo tanto se muevan con mayor rapidez y con lo que aumenta la intensidad transpiratoria, respecto a la luz, al aumentar la intensidad de ésta, se eleva la temperatura interna de las hojas, y por lo tanto se acelera la perdida de agua ya que además se estimula apertura de los estomas. Objetivo Que el alumno observe un método simple y directo para medir la transpiración. Material Agua Vaso de Precipitado Material Vegetativo Pipetas Soporte Universal Ventilador Mangueras de Hule Secadora de Pelo Lámpara Metodología Se hace un potómetro rústico, para lo cual se utiliza un pedazo de manguera transparente de aproximadamente 50 cm de longitud y en un extremo se le coloca una pipeta graduada de 10 ml y se llena hasta que el agua en la pipeta esté en la graduación cero; se selecciona una rama de la planta que le indique su maestro (de preferencia de hoja ancha), esta se corta bajo el agua, para evitar la entrada de aire a través de los vasos; una vez hecho esto se coloca el tallo en el extremo de la manguera, con la ayuda de un trozo de manguera de hule, todo este procedimiento se realiza bajo el agua; una vez realizado esto se coloca en un soporte universal de tal forma que los extremos queden en un mismo nivel (formando una U). A continuación se le aplican los siguientes tratamientos en un periodo de 15 minutos: Rama en condiciones normales (al medio ambiente) Rama con aire frío (ventilador) Rama con aire caliente (secadora de cabello) Rama con luz (Lámpara) Discuta sus resultados. TEORIA DE LA COHESIÓN – TENSIÓN Introducción El agua penetra en las plantas principalmente por el sistema radicular y se pierde gran parte por transpiración. El ascenso del agua en la planta, se explica sobre la base de la tensión que se genera en el xilema, y a las fuerzas de cohesión y adhesión de las moléculas de agua, el modelo adoptado se conoce como mecanismo de cohesión-tensión. Este mecanismo consiste en que a medida que el agua se evapora, disminuye el de las paredes evaporantes, estableciéndose así una diferencia de potencial hídrico entre estas paredes y las que se sitúan un poco por detrás en el camino descrito, lo que genera un desplazamiento del agua hacia las superficies evaporantes, y la caída del se transmite al mesófilo y luego a las terminaciones del xilema foliar. A favor de este gradiente de , el agua sale del interior de los elementos xilemáticos, generando en ellos una presión negativa o tensión que, se transmite a lo largo del xilema, provocando el ascenso de la columna de agua, y provocando la caída del en el xilema de la raíz. Mientras haya transpiración el de la raíz se mantendrá más bajo que en el suelo y la absorción de agua se producirá espontáneamente. Además, es físicamente imprescindible que la columna de agua se mantenga continua, para que la tensión del xilema se transmita hasta la raíz. La columna de agua se mantiene unida gracias a las potentes fuerzas de cohesión que atraen entre sí a las moléculas de agua. Por otra parte las fuerzas de adhesión de las moléculas de agua a las paredes de las traqueidas y los vasos son tan importantes, como la cohesión y la tensión, para el ascenso del agua. Objetivo Que el alumno observe el movimiento del agua en un sistema físico, para demostrar la teoría de la cohesión-tensión. Material Agua Vaso de Precipitado Material Vegetativo Pipetas Soporte Universal Ventilador Mangueras de Hule Secadora de Pelo Lámpara Metodología Se hace un potómetro rústico, para lo cual se utiliza un pedazo de manguera transparente de aproximadamente 50 cm de longitud y en un extremo se le coloca una pipeta graduada de 10 ml y se llena hasta que el agua en la pipeta esté en la graduación cero; se selecciona una rama de la planta que le indique su maestro (de preferencia de hoja ancha), esta se corta bajo el agua, para evitar la entrada de aire a través de los vasos; una vez echo esto se coloca el tallo en el extremo de la manguera, con la ayuda de un trozo de manguera de hule, todo este procedimiento se realiza bajo el agua; una vez realizado esto se coloca en un soporte universal de tal forma que los extremos queden en un mismo nivel (formando una U). A continuación se le aplican los siguientes tratamientos en un periodo de 15 minutos: Rama en condiciones normales (al medio ambiente) Rama con aire frío (ventilador) Rama con aire caliente (secadora de cabello) Rama con luz (Lámpara) Discuta sus resultados. MEDICIÓN DE AREA FOLIAR POR EL METODO GRAVIMETRICO, INTERSECCIONES YMEDIDAS LINEALES. Introducción El área total de las hojas se describe como índice de área foliar. Este valor indica el número de unidades de área por unidad de área de terreno, sirve como indicador de la superficie disponible para la absorción de luz y suministra un denominador común para discutir el potencial fotosintético de un cultivo determinado y esto va depender de factores tales como: el tamaño y número de hojas, arreglo espacial de las mismas, a la densidad de población, distribución de las plantas, relación con la cantidad de a luz interceptada, fertilización, entre otras. El índice de área foliar se registra en un estado especifico del crecimiento, por ejemplo 20 días de brote de plántulas, durante la floración, etc. y las comparaciones entre variedades se realizan en un mismo estado de desarrollo. Este índice proporciona además la base para obtener otros parámetros útiles en la descripción de la fotosíntesis de un cultivo, por ejemplo la duración de área foliar, utilizado para describir el tiempo durante el cual el área foliar es funcional en un medio ambiente con determinadas condiciones de radiación, fertilidad y/o períodos de sequía. Existen varios métodos utilizados para medir el área foliar de las plantas, entre los cuales se encuentran: el método de medidas lineales, consiste en aplicar la siguiente formula: largo máximo por ancho máximo de la hoja por un factor de corrección; el método gravimétrico, consiste en trazar el contorno de cada hoja de la planta sobre un papel, recortarlo y pesarlo, el área de la hoja es calculada mediante el pesado de hojas de papel de área conocida y se aplica un a regla de tres para obtener el área foliar; método del conteo de intersecciones, este método utiliza una placa de vidrio, plástico u otro material sobre la cual se traza una red de líneas horizontales y verticales de tal manera que aparecen cierto número de intersecciones o cruces entre líneas; método electrónico, se utiliza un medidor electrónico digital que utiliza bandas, sensores y luz para obtener el promedio de área foliar en cm2 por planta o muestra. Objetivo Conocer tres métodos para medir área foliar en diferentes especies vegetales y definir cual es el más apropiado. Material Regla Lápiz Calculadora Balanza Tijeras Hojas de papel Hojas de plantas de sorgo y maíz. Placa de vidrio. Medidor electrónico de área foliar (área mater) Metodología Seleccione hojas de sorgo y de girasol. Medir el largo máximo y el ancho máximo de cada hoja y se aplica la formula: largo máximo por ancho máximo por un factor de corrección. El factor de corrección varia según la especie: sorgo = 0.75 y maíz = 0.71 (método de medidas lineales). Trazar el contorno de la hoja de sorgo y girasol sobre un papel y recórtela y pésela para obtener el área de la hoja; trazar un área conocida en una hoja de papel y pésela, por último se aplica una regla de tres para obtener el área de la hoja de sorgo y girasol (método gravimétrico). Se coloca la hoja sobre la placa, se cuentan las intersecciones que tocan a la hoja y se sustituye en la relación siguiente: A = n X S N Donde: A Área foliar; n Numero de intersecciones que tocan las láminas de las hojas; S = Superficie total de la placa., N = número total de intersecciones de la placa. Encender el medidor electrónico y colocar la muestra sobre la banda para que por medio de luz y sensores determine el área foliar en cm2 (método electrónico). Resultados y Conclusión DETERMINACIÓN DE CONTENIDO DE AGUA EN LOS DIFERENTES ÓRGANOS DE LAS PLANTAS Introducción El contenido de agua en los tejidos de las plantas se encuentra distribuida en forma variable, el cual dependerá de su estado de desarrollo, tipo de tejido, estructura anatómica, de la función de cada órgano, edad, especie, así como también de la incidencia de luz, temperatura y suministro de agua. En promedio el contenido de agua en los órganos vegetales oscila entre el 6 y el 90 %. El protoplasma contiene aproximadamente 85 – 90 % de agua, organelos con alto contenido de lípidos (cloroplastos y mitocondrias) poseen 50 % de agua; el contenido de agua en raíces expresado en peso fresco varia de 71 a 93 %, el de tallos es de 48 a 94 %, las hojas de 77 a 98 %, los frutos con 84 a 94 % y las semillas del 5 a 11 %; y la madera fresca (recién cortada) contiene alrededor del 50 % de agua. En las plantas el agua cumple múltiples funciones ya que actúa como un vehículo por el cual la mayor parte de las sustancias entran y salen de las células y en donde se llevan a cabo muchas reacciones celulares. El agua es un agente químico que imparte estructura y orden a las moléculas biológicas así como a las interacciones entre ellas (importancia biofísica), además de utilizarse como fuente de los pares electrón-protón indispensable para el mantenimiento del proceso fotosintético (importancia bioquímica). Objetivo Determinar y comparar las proporciones de agua con respecto a la materia seca de los diferentes órganos de las plantas. Material Balanza Pala Navaja Cuchillo Plumón Bolsas de papel estraza Perforadora de papel Agua corriente Plantas completas de maíz Metodología Muestrear con la pala una planta completa de maíz por equipo. Lavar con agua la raíz para eliminar la tierra a lodo hasta dejarla limpia. Con navaja o cuchillo separa cada una de las hojas del tallo. Con el cuchillo corte la raíz a la altura del cuello y realícele un corte transversal. contabilice el número de entrenudos que posee el tallo. Sí existe jilote o elote o mazorca y espiga indique en que nudo se localiza cada uno de ellos. Retirar del tallo el jilote, elote, mazorca y/o espiga. Seccionar el tallo con el cuchillo en cada nudo y realíceles un corte transversal a cada trozo. Eliminarle al jilote o elote las hojas que lo envuelven y realícele un corte transversal, en caso de ser mazorca, elimine las hojas y desgránela. Se pesa cada uno de los órganos por separado para obtener el peso fresco. En caso de existir jilote, elote y mazorca pesar por separado, envoltura, elote y grano. Colocar por separado cada uno de los órganos en bolsas de papel estraza previamente perforadas y además deberá de identificar con la siguiente información: órgano, grupo, equipo, fecha y se grapan las bolsas. Colocar las bolsas en la estufa a una temperatura constante de 70 °C 2 °C, durante el periodo de tiempo que se requiera para su secado. Finalmente cuando estén secos los órganos de la planta de maíz se sacan de la estufa y se pesan en la balanza para obtener el peso seco. Calcular el % de agua de cada órgano de la planta de maíz con la siguiente formula: Donde: PF = Peso Fresco, PS = Peso Seco. Resultados y Discusión PRESION RADICAL Introducción La presión radical es una consecuencia de la endodermis en la raíz que se genera cuando no hay flujo de agua por transpiración, provocándose con ello una acumulación de aniones transportados por el agua absorbida en el xilema de la raíz como resultado de la actividad metabólica y moviliza el agua lentamente en forma vertical hacia arriba. La importancia de esta presión radica en ser el mecanismo útil para llenar los vasos del xilema de las plantas, cuando se vacían durante el invierno, como el caso de plantas herbáceas en las cuales se interrumpe el flujo de agua durante días cálidos debido a que disminuye el contenido del agua en el suelo y se produce una presión radical durante la noche para llenar de nuevo de agua los vasos del xilema, al provocar con ello el suministro de agua en forma permanente. La presión radical no explica por si sola el movimiento del agua hacia la cima de los árboles de porte alto, como es el caso de la mayoría de las confieras, al observarse en estas una clara ausencia de presión radical. Objetivo Que el alumno observe el fenómeno de la presión radical. Material Plantas de calabaza en macetas Mangos de goma Tubo de vidrio Navaja o cuchillo Regla métrica Agua Metodología Previamente deberá de aplicarse un riego pesado a la maceta en la planta de calabaza. Se medirá el tallo con regla métrica a una altura de ocho cm a partir del nivel del sustrato o suelo y se cortará este con la navaja o cuchillo. Se unirá el tacón (tallo cortado) de la planta al tubo de vidrio con el mango de goma. Observe el ascenso de la columna de agua en el tubo de vidrio ocasionada por la presión radical. Registre en cm con la columna agua a los 30 minutos y a las 24 horas después de colocado el mango de goma con el tubo de vidrio. Anote las observaciones y discuta sus resultados: CONTENIDO DE AGUA EN GRANOS Y SEMILLAS Introducción El agua contenida en las semillas y granos se clasifica en tres tipos: agua de composición, esta entre las células químicamente unida a los elementos constituidos de las semillas; agua de adsorción, se encuentra ligada al material por atracción molecular; y agua de absorción, se localiza en los espacios intragranulares y en los poros del tejido vegetal, mantenida por fuerzas capilares. El alto contenido de humedad de granos y semillas es disminuido mediante el proceso de secado, el cual consiste en disminuir el contenido de humedad al 12 ó 13 por ciento, para poder almacenarlos durante un periodo de tiempo determinado, al evitar con ello calentamientos por alto metabolismo y además evitar el ataque de insectos y hongos, con ello se mantiene su calidad. Existen diversos métodos de secado para decidir el contenido de humedad en las semillas y granos como lo son: secado natural (secado en campo, al sol y al aire libre); y secado artificial (secado con aire, natural, calor suplementario y con aire caliente). Objetivo Que el alumno determine el contenido de humedad de semillas o granos mediante el secado en estufa. Material Semilla o grano de maíz con humedad Cajas de aluminio con tapa Horno Balanza Pinzas Calculadora Termómetro Reloj Metodología Se homogeniza la muestra de maíz Colocar en la estufa las cajas de aluminio con tapa (deberán de estar limpias) a una temperatura de 130 °C durante una hora. Extraer las cajas de la estufa para: Pesar en la balanza la caja con su tapa (anotar el valor) Pesar la caja con su tapa y con el grano o semilla la cual deberá de cubrir el fondo de la caja (aproximadamente 14 g) Se regresan las cajas bien tapadas, con la muestra a la estufa a una temperatura de 130 °C durante una hora A la hora de estar en la estufa se retiran y se pesan (anote el resultado) Con la siguiente formula aplique los resultados obtenidos, para determinar el porciento de contenido de humedad (% CH) de la muestra: Donde: P1 = Peso seco de caja + tapa. P2 = Peso seco de caja + tapa + grano o semilla húmeda. P3 = Peso seco de caja + tapa + grano o semilla después del secado. Anote las observaciones y concluya. GUTACIÓN Introducción La gutación es la perdida de agua por las plantas en forma liquida por exudación de gotas por los ángulos y puntas de las hojas, ramas e inclusive hasta la raíz la puede presentar. La gutación se lleva a cabo cuando la humedad ambiental es muy elevada, sobre todo durante las noches sin viento y frescas, después de un día de mucho calor, no pudiendo las plantas exhalar por vía estomática el exceso de agua acumulado en sus tejidos, la expelen en forma de gotitas por los órganos secretorios denominados hidatodos y estomas acuíferos, inducida por la presión de la raíz, generalmente cuando las plantas están turgentes. En general los hidatodos y estomas acuíferos se encuentran en el extremo de los nervios y lóbulos de las hojas por lo cual representan una excelente salida para el agua ocasionada por la presión radical. Objetivo Observar el proceso de gutación y determinar las condiciones del medio que la favorecen. Material Campana de Vidrio Grasa o Vaselina Atomizador Agua Plántulas de Cereal o Tomate en Macetas Metodología Riegue muy bien una maceta ya sea con plántulas de cereal o de tomate Asperje la parte interior de la campana con agua utilizando el atomizador hasta que las gotas resbalen. Coloque la maceta en el interior de la campana, sobre la superficie plana y ponga la tapa sellándola con grasa o vaselina. Observe las hojas de la plántula después de 30 minutos y hasta que la gutación ocurra, ya que puede ocurrir hasta las 24 horas. Resultados y Conclusión DETERMINACIÓN DEL POTENCIAL HÍDRICO DE TEJIDOS VEGETALES Introducción El potencial del agua se basa en la energía libre del agua, siendo esta energía el parámetro termodinámico que determina la dirección en la cual deben de ocurrir los cambios físicos y químicos y su capacidad para efectuar el trabajo. En soluciones el potencial del agua está determinada por: la concentración de soluto disuelto y la presión de turgencia o hidrostática, la cual por su efecto sobre el componente de energía aumenta. Para el agua pura, el potencial es igual a cero. En los sistemas biológicos generalmente se expresa en una cantidad negativa y su unidad de presión en atmósferas o bares. La actividad fisiológica de las células individuales y de las plantas enteras depende de varios factores, uno de ellos es el balance de agua. El buen crecimiento de unas plantas es afectado al reducirse el contenido de agua de sus tejidos, con está practica se demostrarán algunos principios físicos que regulan el flujo neto de agua en sistemas osmóticos así como la familiarización de un método sencillo para medir el potencial de agua basado en el cambio de peso y volumen de tejido vegetal. Objetivo Practicar un método sencillo para determinar el potencial hídrico en tejidos vegetales y que observe los cambios en peso y volumen que ocurren en tejidos vegetales sometidos a diferentes concentraciones osmóticas. Material Vasos de precipitado Balanza analítica Navajas Sacabocados Regla Papel filtro Agua Destilada Solución de sacarosa (0.1, 0.3, 0.5, 0.7 y 1.0 M) Solución de cloruro de sodio (0.1, 0.3, 0.5, 0.7 y 1.0 M) Material vegetal: papa y betabel Procedimiento Prepare cada una de las concentraciones molares, incluido el testigo (agua destilada) (0.1, 0.3, 0.5, 0.7 y 1.0 M), estas pueden variar la cantidad de acuerdo a como se lo indique su maestro de practicas y colóquelas en las cajas de petrí o vasos de precipitado. Con la ayuda de un sacabocado de un centímetro de diámetro y de cuatro cm de longitud, se obtienen varios cilindros, para luego dividirlos en discos de 0.5 cm de grosor. Estos se lavan rápidamente con agua destilada, se secan con papel absorbente y se pesan, rápidamente se sumergen en una de las soluciones Se realiza la misma operación con las otras soluciones de tal forma que el total de discos provengan de un mismo tubérculo Después de 30 minutos se sacan los discos da cada solución o concentración, se sacan con papel absorbente y se pesan. Se presentan los datos tomados en una tabla con peso inicial, peso final y el cambio de peso y se reporta el porcentaje: Realice o construya una grafica de cambio de peso en relación con la concentración de sacarosa y cloruro de sodio en solución Indique cual es el valor del potencial hídrico en el tejido vegetal. Explique en forma general como fue el comportamiento del tejido en relación a las distintas concentraciones, con respecto al testigo (agua destilada) 50292000-800100-114300UNIVERSIDAD AUTONOMA DE SINALOA ESCUELA SUPERIOR DE AGRICULTURA DEL VALLE DEL FUERTE DEPARTAMENTO DE FITOTECNIA 27432001143005715000 26289006921568580069215 RESPONSABLES: ING. CIPRIANO FUENTES VERDUZCO MC. FRANCISCO ARIEL CAMACHO INZUNZA Los Mochis, Ahome Sinaloa a Junio De 2008 -228600114300 411480053340 MC. Héctor Melesio Cuén Ojeda Rector de la Universidad Autónoma de Sinaloa Med. Esp. Jesús Madueña Molina Secretario General de la Universidad Autónoma de Sinaloa. MC. Cesar Arturo Palacios Mondaca Director de la Escuela Superior de Agricultura del Valle del Fuerte MC. Artemio Herrera Inda Secretario Académico de la Escuela Superior de Agricultura del Valle del Fuerte Ing. Cipriano Fuentes Verduzco MC. Francisco Ariel Camacho Inzunza Responsables del Laboratorio de Fisiología Vegetal INTRODUCCION El propósito de este manual es preparar al alumno, guiarlo ya que irremediablemente se debe de contar con este manual de Fisiología Vegetal. El presente manual tiene como propósito que el alumno comprenda los procesos fisiológicos que suceden en las plantas, teniendo en cuenta el estudio de la fisiología vegetal I, recordando que esta estudia el funcionamiento de las plantas a nivel celular y a nivel comunidad, analiza y explica la forma en que los procesos y funciones que gobiernan su conocimiento y desarrollo, ocasionados por cambios en el ambiente como la luz y temperatura. También explica las funciones de cada órgano, tejidos, célula y organelo celular de plantas, así como la de cada constituyente químico. Este manual se realizo con la finalidad de mejorar el aprendizaje de los alumnos haciendo práctico el conocimiento adquirido en el aula y llevado acabo en el laboratorio, afirmando y reforzando lo ya adquirido. Es un instrumento practico ya que el alumno puede leer sus practicas que se van a efectuar y así llevar un claro conocimiento de lo que va a realizar en sus horas de practicas, afirmar en cuanto a su aprendizaje. Dicho manual esta integrado por una serie de prácticas numeradas y ordenadas las cuales están llevan la secuencia de Fisiología Vegetal I, empezando por respiración celular, las cual comprende respiración aerobia y anaerobia, reguladores del crecimiento en las plantas, fotoperiodo en las plantas, Vernalización y floración, el reposo en plantas y semillas. Es importante contar con un manual de prácticas el cual guía al alumno sobre lo que va a realizar y conocer su metodología así como sus materiales, haciendo práctico su actividad en el laboratorio. Algunas practicas explicadas requieren de un tiempo para su elaboración que va desde algunas horas hasta días, debiendo ser necesario prepararlas con anticipación por lo que es recomendable que se revise el manual para planear y preparar la practica; al final de cada practica el alumno deberá de concluir con sus palabras de los resultados obtenidos en cada una de ellas. Se han introducido también aspectos metodológicos para que el estudiante se vaya familiarizando con la formalización de su trabajo y sobre todo para que pueda fundamentar y medir el alcance del conocimiento adquirido. Con esto, el estudiante será el encargado de analizar y valorar su trabajo, al finalizar la práctica tendrá que entregar un reporte haciendo una investigación bibliografica respecto al tema de la práctica realizada y concluirá Será importante que el maestro o encargado de laboratorio sea guía del trabajo que realizaran los alumnos sin que esto le reste libertad al estudiante para su realización y así se tendrá un trabajo de calidad y limpieza. A pesar de angustia de elaborar un manual de practicas por que es una responsabilidad muy grande, hemos intentado introducir nueva información junto a la ya existida ampliando el material no es aquí donde termina la esta labor, estamos seguros que vendrán nuevas ideas, nuevos temas; se agradecerá el interés de cualquier persona que decida y quiera mejorar este material. Un gran agradecimiento a Nuestra Universidad Autónoma de Sinaloa y a las autoridades de la Escuela Superior de Agricultura del Valle del Fuerte, por el apoyo brindado para llevar el curso, el cual nos ayudo a la elaboración de este manual. INDICE Pag. Directorio ……………………………………………………………………….. 2 Introducción……………………………………………………………………...3 Indice………………………………………………………………………………5 Programa de trabajo……………………………………………………………6 Practica 1. Identificación de Plantas C3 Y C4………………………………..6 Practica 2. Respiración: Prueba de Tetrazolio para detectar la Actividad de las Deshidrogenasas, Viabilidad de la Semilla……………...8 Practica 3. Respiración Aerobia y Anaerobia (fermentación)……………….9 Practica 4. La inundación y la formación de aerénquima en arroz…………12 Practica 5. Selectividad de Reguladores de Crecimiento Auxinas………...14 Practica 6. Selectividad de Reguladores de Crecimiento Giberelinas……..16 Practica 7. Selectividad de Reguladores de Crecimiento Citocininas……...17 Practica 8. Selectividad de Reguladores de Crecimiento Etileno…………..19 Practica 9 y 10. Importancia de la Luz en la Fotosíntesis y Respuesta de las Plantas a Diferentes Longitudes de Onda…………….21 Practica 11. Vernalización...........................................................................24 Practica 12. Dormancia o latencia de la semilla……………………………...26 Bibliografía. ……………………………………………………………………...28 Anexos…………………………………………………………………………….30 Reglas del laboratorio……………………………………………………………30 Normas de seguridad especificas en la practica……………………………...31 Evaluación de las practicas……………………………………………………...32 PROGRAMA DE TRABAJO Practica 1. Identificación de Plantas C3 Y C4 Introducción En el reino vegetal se distinguen grupos de plantas con características fisiológicas, morfológicas y bioquímicas específicas para cada uno al ser el proceso fotosintético diferente en cada grupo y estos a su vez dependen del medio ambiente en donde se desarrolla la misma. En el proceso fotosintético de las plantas superiores existen diferentes formas de fijación del CO2 atmosférico y se dividen en tres tipos de plantas: C3, C4 y CAM xerófitas por medio del ciclo de Calvin. Una forma de diferenciar las plantas C3 y C4 es a través de su anatomía, ya que las plantas C3 presentan típicamente células de parénquima en empalizada mientras que las plantas C4 tienen células del haz de la vaina y células del mesofilo. Las plantas CAM muestran generalmente un patrón diurno en la formación del ácido orgánico; fijan el CO2 mediante un proceso modificado del tipo C-4 llamado metabolismo del ácido crasuláceo. Las plantas C3 poseen tasa bajas de actividad fotosintética altos puntos de compensación del dióxido de carbono, por ejemplo los cereales de grano pequeño, cacahuate, soya, frijol algodón tabaco, espinaca etc.; las plantas C4 poseen tasa altas de fotosíntesis neta, bajos puntos de compensación de dióxido de carbono y bajas tasas de fotorrespiración, por ejemplo maíz, sorgo, caña de azúcar, amarantos, etc. Objetivo El alumno Identificará plantas C3 y C4 a partir de la distribución del almidón en la lámina foliar. Materiales Hojas frescas de diferentes especies (C3, C4) Soporte universal Cristalizador Mechero o lámpara de lcohol Vaso de precipitado de 100 ml Alcohol al 80% Lugol Caja de petri Cerillos Agua corriente Pinzas Tela de asbesto Microscopio estereoscopico Metodología Sumergir la hoja de las diferentes especies en agua hirviendo durante 1 min. Transferir las hojas a alcohol 80% en un vaso de precipitado. Posteriormente colocar todo a Baño Maria hasta que todo el color desaparezca de las hojas. Colocar las hojas en una caja petri con agua que adquiera una consistencia flexible. Tirar el agua y agregar unas gotas de lugol sobre las hojas. Después de 5 minutos lavarlas con agua corriente. Observar la coloración y su distribución en la lámina foliar por medio del microscopio estereoscopico. Resultados Realice los esquemas de las diferentes especies que se utilizaron, indique el área donde se tiñó el almidón y además indique cuales plantas son C3 o C4. Practica 2. Respiración: Prueba de Tetrazolio para detectar la Actividad de las Deshidrogenasas, Viabilidad de la Semilla. Introducción La germinación en una semilla al inicio del crecimiento activo del embrión que resulta en la ruptura de la testa y emergencia de la nueva planta. Su viabilidad es el grado durante el cual esta viva; metábolicamente activa y posee las enzimas capaces de catalizar las reacciones necesarias para la germinación y crecimiento de la planta. Existen varias pruebas para determinar la viabilidad de la semilla, dentro de estas la prueba del tetrazolio es ampliamente utilizada y es un medio preciso de estimar la viabilidad de la semilla. Esta prueba distingue entre tejidos vivos y muertos del embrión en base a velocidades relativas de respiración, cuando las semillas están hidratadas. Aunque son varias las enzimas que se activan durante la respiración la prueba utiliza la actividad de las deshidrogenasas como un índice de la actividad respiratoria y viabilidad de la semilla. Las deshidrogenasas actúan en reacciones de oxido-reducción permitiendo la liberación de iones de hidrogeno que pueden reaccionar con las solución oxidada incolora de sal de tetrazolio, la cual cambia a formazán (rojo) cuando se reduce por los iones de hidrogeno. Objetivo Obtener el porcentaje de viabilidad y germinación de una especie mediante el patrón topográfico de tinción el embrión e intensidad de la coloración. Materiales Cajas petri Solución de cloruro de tetrazolio al 0.1% Semillas de diferentes especies Frasco de vidrio con tapa Pinzas y agujas de disección Microscopio de disección Metodología Dejar en imbibición dos lotes de semillas por 24 horas (lote “A” semillas de cosecha anterior; lote “B” semillas de reciente cosecha), corte ambos lotes longitudinalmente, abarcando el eje del embrión; deseche una mitad y la otra colóquela en una caja petri que contenga 3 ml de solución de cloruro de tetrazolio (el eje del embrión debe estar en contacto con la solución. Después de una hora con una aguja de disección voltee la mitad de la semilla de ambos lotes y observe si se ha coloreado. Cuente el numero de semillas coloreadas para obtener el por ciento de viabilidad para cada lote. % de viabilidad = No. de semillas coloreadas X 100 No. total de semillas Resultados y conclusión Grafique los resultados y concluya. Practica 3. Respiración Aerobia y Anaerobia (fermentación) Introducción El azul de metileno tiene la propiedad de combinarse con el hidrogeno y perder su color durante este proceso. Si el hidrogeno se reemplaza por el oxigeno, el colorante adquiere y al mismo tiempo color azul de metileno como aceptor de hidrogeno y al mismo tiempo observar el cambio de color debido a una reacción química. Se recordara que el hidrogeno se libera normalmente durante la respiración que finalmente se combina con el oxigeno (respiración aerobia); cuando este ultimo no es accesible al organismo, el azul de metileno puede ser empleado como un aceptor de hidrógeno y si ocurre un cambio en la coloración (la deshidrogenacion del sustrato) se puede concluir que ha ocurrido la oxido – reducción. Material Tubo de ensayo Tubo de fermentación Levadura de pan Suspensión de levaduras en sacarosa al 5% Solución acuosa de azul de metileno al 0.05% Jugo de naranja Reactivo de Fehling o Benedict. Formol al 10 % Objetivo Demostrar primero que durante la respiración (anaerobia) hay desprendimiento de iones de hidrogeno, que serán los responsables del cambio de Ph hacia ácido y por lo tanto del cambio de color de la solución en segundo lugar, que durante la fermentación se produce la degradación de la glucosa. Metodología llenar hasta la tercera parte de un tubo de ensayo con una suspensión de levadura; añadir, a gotas la solución de azul de metileno, agitando hasta que el contenido del tubo azul claro dejar reposar 5 minutos y observar el resultado. Después de haber hecho la observación anterior agitar el contenido del tubo y añadir 5 al. De formol al 10% agitar nuevamente y dejarlo reposar 5 minutos o mas (según sea Necesario), hasta que presente algún cambio. En un tubo de ensayo poner 3ml de cualquiera de los siguientes jugos naranja, manzana, o uva agregar 10 gotas de reactivo de Fehling y calentar ligeramente. En un tubo de fermentación poner jugo de naranja y agregar un poco de levadura, dejar reposar y una vez realizada la reacción, agregar 10 gotas de reactivo de fehling y calentar ligeramente. Resultados y discusión Anote las reacciones que sedan durante el proceso de la práctica. Practica 4. La inundación y la formación de aerénquima en arroz Introducción Durante el desarrollo de un aplanta puede ocasiones en que ésta éste sometida a periodos más o menos largos de exceso de agua, lo que lleva a un desplazamiento del aire del suelo y en consecuencia a una falta de oxigeno. La falta de oxigeno produce a su vez una inhibición del ciclo de krebs en la respiración y se acumula entonces ácido pirúvico, el cual se transforma mediante la formación de acetaldehído en alcohol, finalmente si el alcohol se acumula en exceso, pueden alcanzarse entonces niveles tóxicos que dañan a la raíz. Sabemos sin embargo que las plantas terrestres pueden diferenciarse por tolerancia al exceso de agua o inundación. Este tipo de tolerancia puede ser de dos tipos: tolerancia morfológica y tolerancia metabólica. Con respecto al primer tipo de tolerancia puede mencionarse que en casi todas las plantas terrestres hay un flujo de O2 desde la parte aérea de la planta hasta las raíces, pero por lo general en las plantas tolerantes a la inundación la conductividad mayor se debe a que en el parénquima de estas raíces y tallos se presentan cavidades que forman canales por donde circula el aire, debido a esto el tejido se describe mejor con el nombre de aerénquima. Cuando una planta crece en condiciones de falta de oxigeno se ha observado que se presentan incrementos en los niveles de la enzima celulasa que comienza a destruir algunas de las células del parénquima para dar origen al aerénquima. En consecuencia si observamos unos cortes transversales de una raíz sometida a inundación y otros de una raíz con aireación, la primera presentara espacios vacíos carentes de células y la segunda presentara un parénquima uniforme sin orificios. Objetivo Observar cortes transversales de las raíces de una planta resistente a la inundación (con aerénquima) y de una planta con menor tolerancia a esta (con parénquima uniforme en la corteza). Materiales Raíces de arroz crecido en condiciones de inundación y de otra especie más susceptibles a esta (arroz y jitomate, por ejemplo). 2 navajas de rasurar Medula de saúco o trozos de papa 1 caja de petri 1 aguja de disección 2 portaobjetos 2cubreobjetos 1 gotero con solución de azul de toluidina Metodología Seleccione una porción de raíz que haya estado sometida a inundación y otra que haya tenido aireación. Colóquelas en medio de dos trozos de medula de saúco o de papa y haga cortes lo mas fino posible con la navaja de rasurar. Monte los cortes con agua en los portaobjetos y cubreobjetos. Observe las estructuras, diferenciando unas de otras tiñendo con el azul de toluidina. Resultados y discusión Practica 5. Selectividad de Reguladores de Crecimiento Auxinas Enraizamiento de Estacas y Dominancia Apical con Reguladores de Crecimiento: Auxinas en Frijol Introducción Las auxinas pueden sintetizar en el interior de la planta y que, a bajas temperaturas puede activar, inhibir o modificar cualitativamente el crecimiento y se agrupan en una serie de compuestos químicos naturales o sintéticos que causan diversos efectos biológicos a las diferentes especies vegetales. Las cuales desempeñan una función importante en la expansión de las células de tallos y coleoptilos, también estimulan la división celular, son efectivas para iniciar la formación de raíces en varias especies vegetales, sobre todo en especies con frutos con muchas semillas, elongación y diferenciación celular, tropismo y dominancia apical. En estudios de cultivo de tejidos han demostrado que la auxina es indispensable para la división celular. La mayor parte de los tejidos vegetales son incapaces de desarrollarse en medios que no contienen auxinas. También se ha demostrado que la dominancia apical es causada por la auxina difundida a partir de la yema apical, que inhibe el desarrollo de las auxinas que se produce en el ápice del tallo. Un aspecto práctico de estas hormonas vegetales en la estimulación de la iniciación de las raíces. Objetivo El alumno determinará concentraciones de ANA (ácido alfa naftilacético) en la formación de raíces en estacas de frijol y dominancia apical en plántulas de frijol con (ácido indol-3acético). Materiales Enraizamiento de estacasDominancia apicalSoluciones diluidas:ANA-5,10,20,30 mg/lEstacas de frijolVasos de precipitadoNavajaPlántulas de frijolAIA 1 g/l en lanolina Metodología Enraizamiento de estacas De plántulas de frijol se harán estacas de 10 cm de longitud con ayuda de una navaja; Se usarán 5 estacas por concentración de ANA y un testigo; Inmediatamente después se ponen en contacto con las diferentes concentraciones en 10 ml de solución; El tiempo de inmersión va a depender de la capacidad de absorción de las estacas; Una vez absorbidos los 10 ml de solución se le debe agregar agua suficiente para mantener vivas las estacas por un periodo de 10 a 15 días; por ultimo se observará el número y longitud de las raíces esto se realizará a los 15 días después de iniciada la práctica. Dominancia apical Las plántulas de frijol deberán poseer la primera hoja trifoliada totalmente expandida. Retire el ápice de dos plantas y aplique lanolina con y sin AIA. Colocar una planta como testigo, sin cortar el ápice permita que se desarrollen las plántulas y al cabo de un tiempo verifique el tamaño de yemas laterales. Resultados y Conclusiones. Anote las diferencias que hay entre los tratamientos y el testigo. Practica 6. Selectividad de Reguladores de Crecimiento Giberelinas Introducción Las giberelinas tienen efectos fisiológicos muy variados y difíciles de explicar. No obstante se conoce, al menos en un caso, el lugar de acción y se ha podido proponer una interpretación molecular, lo que es mas satisfactorio. Las giberelinas son hormonas vegetales, una de las giberelinas más conocidas es el ácido giberélico (GA3). El fenómeno que ha permitido descubrir las giberelinas es un estimulo del alargamiento del tallo y reducción de entrenudos. Objetivo Demostrar la estimulación del crecimiento y la inhibición del mismo con ácido giberélico y cicocel respectivamente. Materiales Alargamiento y reducción de entrenudos 6 plantulas de frijol de 15 a 20 dias de germinadas Ácido giberélico 50 ppm Cicocel 5000 ppm 3 aspersores. metodologia Asperje cada tercer día tres veces lotes de 2 plantas con ácido giberélico, cicocel y agua destilada. Al cabo de 12 días después de los tratamientos mida la longitud de los entrenudos y cuente el número de estos para cada tratamiento. Resultados y discusión Explique el resultado que obtuvo entre cada tratamiento. Y grafique. Practica 7. Selectividad de Reguladores de Crecimiento Citocininas Introducción Las citocininas son sustancias del crecimiento de las plantas que provocan la división celular. Muchas citocininas exógenas y todas las endógenas se derivan probablemente de la adenina una base nitrogenada de purina. A pesar de que pronto se hallaron muchos extractos vegetales que contenían sustancias con dicha actividad no fue hasta 1964 que por fin se pudo determinar químicamente la primera citosina natural denominado zeatina. La benciladenina es el regulador que mas frecuentemente se aplica para retrasar la senescencia vegetal. Su acción consiste en mantener un alto nivel de síntesis de proteína retrasando la degradación de la clorofila y las proteínas reduciendo el ritmo de respiración y en general manteniendo el vigor de las plantas. Objetivos Observar el efecto de la benciladenina (BA) sobre el envejecimiento de hojas de apio mediante la cuantificación de clorofilas. observar el efecto de las aspersiones de BA sobre la ruptura de la dominancia apical. Observar la ruptura de la dominancia apical en frijol Retraso de la senescencia en hojas de apio. El trabajo se dividirá en dos partes en la primera se aplicara el regulador (BA) y en la segunda se cuantificara la clorofila. Aplicaciones de BA De una planta de apio seleccione 4 hojas del mismo tamaño y apariencia, lávelos con agua destilada y escurramos. Sumerja 2 hojas en la solución de BA (10 mg/l) durante 5 minutos. Sáquelas y sacuda el exceso de solución. Con BA en un vaso de precipitado con agua y en otro vaso las hojas testigos. Coloque las hojas tratadas con BA en un vaso de precipitado con agua y en otro vaso las hojas testigo. Repita este tratamiento 2 veces más cada tercer día, lo que hará un total de 3 aplicaciones. Después de 15 días o cuando note diferencias marcadas realice sus mediciones de clorofila. Cuantificación de clorofilas a, b y total Pese 0.2 g de testigos (hoja) de uno de los tratamientos. Muela en el mortero adicionando 20 ml de acetona 80%. Procure extraer todo el pigmento de forma que los restos de tejido queden blanquecinos. Filtre en el embudo con una gasa. Reciba el extracto en la probeta de 50 ml. Haga lecturas de absorbancia en el espectrofotómetro a 645 y 663 nm. Use acetona 80% como blanco. Repita el anterior procedimiento para cada tratamiento. Para calcular la cantidad de clorofilas substituye en las siguientes formulas: Mg clorofila a/g hoja = 12.7 (A663) – 2.69 (A645)X ___V__ 1000 XW Mg clorofila b/g hoja = 22.9 (A645) – 4.68 (A663)X ___V__ 1000 XW Mg clorofilas totales/g hoja - 20.2 (A645) + 8.02 (A663)X ___V__ 1000 XW Donde: A 663= absorbancia a 663 A645= Absorbancia a 645 V= volumen final del extracto (20 ml) W=peso fresco en gramos del tejido (0.2 g) Con sus resultados llenen el siguiente cuadro: TRATAMIENTOCLOROFILA aCLOROFILA b CLOROFILAS TOTALESTestigoBA 10 mg/L Materiales 3 Plántulas de frijol de 2 semanas. Solución de BA 200 ppm + GA3 50 ppm + tween 0.5% (agente humectante) Metodología A cada una de las plantas aplique lo siguiente: 1) Aspersión con BA 200 ppm + GA3 50 ppm + tween 0.5% 2) Aspersión con agua + tween 0.5% 3) planta sin ápice el cual se corta Resultados y discusión Anote los resultados y discuta Practica 8. Selectividad de Reguladores de Crecimiento Etileno Introducción El etileno producto natural del metabolismo vegetal, es la hormona más simple del crecimiento vegetal. El etileno es el único producto del grupo de compuestos volátiles producidos en cantidades apreciables en los tejidos vegetales. Uno de los primeros efectos observados del etileno fue su estimulación de la germinación y el crecimiento en brotes. La apariencia de plantas de jitomate crecidas en suelos inundados es semejante a aquellos tratados con etileno. En la actualidad se conocen muchas respuestas de las plantas directamente por etileno. Senescencia de flor cortada. Respecto al envejecimiento de las flores se ha observado que el clavel está controlado principalmente por etileno producido por la flor misma o por el smog de la contaminación atmosférica y que este acelera el marchitamiento de los pétalos. En lo que ese refiere al mecanismo de acción se piensa que la plata es un agente anti-etileno que impide que este desencadene el proceso de envejecimiento. Formación de zona de abscisión La caída de loas hojas de una (s) capa (s) de células especializadas llamada zona de abscisión. Dependiendo de la especie esta zona de abscisión puede formarse muy temprano durante el desarrollo o solamente cuando alcanza la madurez. Objetivos Control de senescencia de flor cortada. Medir el aumento de la vida en el florero de plantas de clavel tratadas con tiosulfato de plata. Medir la disminución de la vida en el florero causada por un aumento de la concentración de etileno. Inducir la formación de la zona de abscisión en explantas de frijol. Materiales Senescencia de flor cortadaInducción de la zona de abscisión12 claveles cortadosPlantas de frijol de 20 a 24 dias de germinadas (20)5 frascos de vidrio Etefón 0.25% en lanolina.EtiquetasLanolina solaSolución de etefón a 50 ppmCajas de petri (1)Solución de de tiosulfato de plataAgrolitaAplicadores de vidrio (varilla de vidrio) Metodología a) Control de la senescencia de flor cortada. Aumento de la vida en el florero En este caso el tiosulfato de plata debe ser absorbido por el tallo de la planta por tiempo determinado. Solo deben introducirse 3 plantas en la solución por 20 minutos y 3 plantas más por 40 minutos. Después de este tiempo sáquelas de la solución y enjuáguelas con agua corriente y colóquelas en los frascos de vidrio con agua. Ponga 3 plantas sin tiosulfato de plata en otro frasco como testigo. Disminución de la vida en el florero. Coloque un poco de la solución de etefón en un frasco y ponga ahí 3 claveles. Para cuantificar la vida de las flores se tomara como dato para cada tratamiento el número de días necesarios para que se marchite la primera flor. En general verifique la apariencia de sus plantas a partir del tercer día. Describa su apariencia. b) inducción de la zona de abscisión Uno de los métodos iniciales en los que prueban substancias que tengan capacidad de inducir la abscisión es el bioensayo de los explantes de frijol en los que se utilizan las porciones de la planta. En este caso se va utilizar el etefón agregado a la lanolina aun cuando en forma comercial éste se utiliza en forma de soluciones liquidas, asperjándose. Se prosigue de la siguiente manera: Corte los explantes (20) de las plantas de frijol y divídalos en dos grupos de 10. Coloque la vermiculita en las cajas de petri y entierre allí la base de los explantes. Coloque con las varillas de vidrio un poco de lanolina o de lanolina con etefón a cada lote. Mantenga en la obscuridad. Para verificar si ha habido abscisión después de cierto tiempo presione suavemente con un lápiz los pecíolos. Reporte el por ciento de abscisión a los 4, 7, 10 y 12 días de iniciado el ensayo, para cada tratamiento. Resultados y discusión Práctica 9 y 10. Importancia de la Luz en la Fotosíntesis y Respuesta de las Plantas a Diferentes Longitudes de Onda Introducción La luz blanca se descompone en diferentes colores, donde el color es la longitud de onda cuando pasa por un prisma, y la longitud de onda es la distancia de pico a pico o de valle a valle. Por lo tanto la energía es inversamente proporcional a la longitud de onda. Longitudes de onda larga tienen menor energía que las cortas. La luz está constituida por radiaciones electromagnéticas de longitud de onda comprendidas entre 4.500 y 7.700, Å; para longitudes inferiores se entra en la zona del infrarrojo, y para superiores en la del ultravioleta. La luz natural (luz solar, luz blanca) contiene todas las longitudes de onda, la distribución de los colores en el espectro está determinado por la longitud de onda de cada uno de ellos. Donde la luz visible es una pequeña parte del espectro electromagnético, cuanto más larga la longitud de onda de la luz visible corresponde a la zona del rojo; así mismo las longitudes de onda corta están en la zona del violeta. Mediante el proceso de la fotosíntesis las plantas verdes, con la presencia de la luz, transforman las sustancias inorgánicas (CO2 y H2O) en materia orgánica (carbohidratos), con la ayuda de la clorofila ubicada dentro de los cloroplastos, que atrapan la energía luminosa y la transforman en energía química, proceso muy necesario para que se lleve a cabo el crecimiento y desarrollo de la planta. Los cloroplastos y la clorofila son los responsables del color verde de las plantas ya que generalmente éstas no pueden absorber la luz en el espectro de radiación correspondiente al verde y por lo tanto lo reflejan. Sin embargo, para que se desarrolle adecuadamente el pigmento de la clorofila, es indispensable que las plantas se encuentren expuestas a la luz ya que de otra manera las protoclorofilas no se transforman en clorofila y la planta no puede llevar a cabo el proceso fotosintético y por ende no hay producción de sustancias alimenticias (carbohidratos) y termina por perecer. Objetivo El alumno comprenderá la importancia que presenta la luz para que se lleve a cabo el proceso fotosintético en relación a la producción de materia orgánica, así como la producción de los pigmentos responsables de este proceso. Materiales Vasos de polietileno (1 kg) Semillas de frijol Tierra para germinación Navajas Agujas de disección Estufa Alcohol Agua destilada Vasos de precipitado Lámpara de alcohol Papel filtro Colador Bolsas de papel estraza Papel celofán de distintos colores Procedimiento (la presente práctica se realizará en dos partes) Se formarán tres equipos Parte I Metodología Cada equipo llenará cuatro vasos con tierra para germinación, posteriormente sembrarán en cada uno de ellos 10 semillas de frijol y los regarán; de los cuatro vasos, colocará uno en el sol y otro se cubrirá de tal manera que no le penetre la luz del sol por ningún motivo, y los otros dos vasos serán cubiertos totalmente de papel celofán de distinto color. Deberá de regarlos con frecuencia (cuando lo requieran), para evitar se sequen y crezcan adecuadamente durante 20 días. Después de los 20 días, se extraen 10 plantas de las macetas (debe de identificar las plantas que corresponden a cada tratamiento: luz, oscuridad y colores), se les elimina los restos de tierra y se separan las raíces, tallos y hojas con ayuda de una navaja, posteriormente se pesan en una balanza granataria para obtener su peso fresco (se anota), posteriormente se colocan por separado en bolsas de papel estraza y se colocan a secar en la estufa a 70 °C, durante 24 horas. Finalmente se retiran de la estufa y se pesan para obtener el peso seco (se anotan resultados). Para que realice el cálculo de la producción de biomasa por la planta es necesario que realice la operación de restar el peso seco al peso fresco de las plantas. Resultados Anotar las conclusiones a las que llegó con esta práctica (crecimiento de las plantas de frijol con luz, oscuridad, colores y su producción de biomasa bajo estas condiciones). Parte II Metodología En esta práctica se realizará la extracción de la clorofila y su separación de los otros pigmentos que se encuentran enmascarados por ésta. Las plantas de frijol que corresponden a cada tratamiento: luz, oscuridad y colores se identificarán y se les separarán las hojas del resto de la planta. Se vierte en un vaso de precipitado alcohol metílico (2 cm), se cortan en pedazos las hojas y se colocan sobre un colador en el vaso y se presionan. Cuando el líquido ha tomado un color verde oscuro se retira el colador y se sumerge un extremo de papel filtro el cual se debe de detener en la boca del recipiente. Se espera una o dos horas. Resultados Después de ese tiempo, deberá hacer las anotaciones correspondientes y sacar las conclusiones sobre lo observado, por ejemplo que colores se observan en el papel filtro, cual apareció mas pronto, etc. Practica. 11 Vernalización Introducción Tratamiento de semillas, bulbos ó plántulas a bajas temperaturas (0º a 5ºC) para acelerar la floración de la planta. La vernalización significa la promoción de la floración en cereales de invierno, en tratamiento frío de la semilla en germinación; es decir, es la inducción de floración en cualquier especie anual, bianual o perenne. Por ejemplo: el centeno y el zacate Ray grass que son especies anuales de invierno deben de ser expuestos a bajas temperaturas para que produzcan flores. La cebolla, betabel y zanahoria, que son especies bianuales y que crecen vegetativamente el primer año, después son vernalizadas por temperaturas de invierno y florean en la siguiente primavera. Estas especies requieren una media de 1,000 a 2,000 horas de 5 °C, la cual, se puede lograr artificialmente sembrando la parte subterránea, raíz tallo o bulbo, en un cuarto refrigerado a una temperatura de 5 °C por aproximadamente 50 días con una humedad relativa arriba del 85 %. En plantas anuales, el crecimiento se inicia en primavera, las flores en verano y las semillas se producen al llegar el otoño; En cambio, en plantas bianuales se presenta distinto, porque se mantienen en estado vegetativo durante el primer año de su crecimiento (la semilla germina y la planta crece vegetativamente formando una roseta), en el invierno siguiente se amplia sus necesidades de frío y como resultado de eso, en la primavera siguiente sus tallos se alargan y producen flores, después de la fructificación la planta envejece y muere, si una planta bianual se le mantiene sin tratamiento frío, puede crecer en forma vegetativa por años. Objetivo El alumno observará el efecto que tiene la Vernalización en semillas y bulbos d en diferentes especies. Materiales Vasos de poliestireno Refrigerador Agua Sustrato fértil Bulbos de cebolla y tulipán holandés Semillas de diferentes especies termómetro Metodología Se ponen las semillas y bulbos en refrigerador de -5, 0, 5 ºC durante siete días, se pondrán tres repeticiones de cada tratamiento, incluyendo un testigo, luego se sembrarán en los vasos con sustrato fértil, se regarán y se colocarán en el vivero de ornamentales, donde se les dará el manejo agronómico adecuado para su crecimiento y desarrollo. Resultados y discusión Anote los resultados obtenidos y Grafique. Practica 12. Dormancia o Latencia de la Semilla Introducción La dormancia de la semilla, es una condición física o fisiológica de una semilla viable que impide su germinación aunque se les proporcionen las condiciones adecuadas de sustrato húmedo, aireado y temperatura (20-25 °C). Entre las especies que presentan latencia se encuentran las semillas de pastos, leguminosas algunas semillas de hortalizas y la mayoría de las semillas de árboles y arbustos. Durante el ciclo de vida de una planta, esta puede producir un gran número de semillas sin embargo, puede ser que inicialmente no todas germinen, así mismo cuando una semilla madura se le dan condiciones para germinar esto es, suficiente humedad, temperatura y oxigeno adecuados, y falla en llevar a cabo su germinación, puede ser debido a la perdida de viabilidad o presencia de latencia. Las semillas con latencia son semillas viables que pueden ser inducidas a su germinación mediante algún método. Esta latencia en las semillas es un mecanismo que les permite retardar su germinación hasta que el tiempo y el lugar sean adecuados, considerándose de esta manera una habilidad. Sin embrago, se considera también a la latencia como falla de las semillas viables en continuar su germinación bajo condiciones favorables, debido a una condición física o fisiológica en la semillas que la presentan para la germinación. Las principales causas de esta latencia en semillas son: Impermeabilidad de las cubiertas al agua. Requerimientos específicos de frió o luz. Presencia de inhibidores químicos. Inhabilidad para romper la cubierta. Ojetivo Observar presencia de latencia en diferentes especies, ver las características que presentan las semillas latentes en estas especies, identificar la causa y probar diferentes métodos para romper esta latencia. Materiales Muestras de semilla de Gliycine max, Medicago sativa, Triticum aestivum, opuntia ssp, Vitis vinifera, y Malus domestica. Metodología: poner en germinación de acuerdo a lo siguiente. Gliycine max, 2 rep. De 50 a 25ªC por 5 dias.Medicago sativa, 1 rep. De 50 a 25ªC por 5 diasTriticum aestivum, 4 rep. De 50 a:25ºC X 7 dias5º-10ºC X 7dias 25ºC X 5diasGA3 0.05% 5diasGA3 0.1% 5diasOpuntia ssp, 1 rep. De 10 semillas a:5º-10ºC X 7 dias +H2 SO4 concentrado por 30 min.Y sembrar en suelos a 25ºC.Vitis vinifera1 rep. De 5 semillas. Con:Escarificación mecánica, sembrar a 20ºCEscarificación con H2 SO4 concentrado por 30 min. Y sembrar a 20ºCMalus domestica1 rep. De 5 semillas a 20ºC Resultados Identificar que especies presentaron latencia y su causa de acuerdo a las características que presenten las semillas latentes y a los tratamientos. Reportar los resultados y discutir el efecto de los tratamientos. ANEXOS REGLAS DEL LABORATORIO Estas reglas son necesarias y recomendadas para laboratoristas y alumnos que participan en las prácticas: El laboratorista se encarga de elaborar y publicar el horario de prácticas. El laboratorista tendrá que usar y conservar limpio todo el material. El laboratorista tendrá que estar puntualmente a la hora de la práctica y al no poder realizarla, notificar a los alumnos un día antes de la suspensión de la práctica. El laboratorista deberá preparar un día antes el equipo y material para la realización de cada práctica. El laboratorista tendrá la suficiente autoridad para sancionar a los alumnos que ocasionen y perjuicios en el laboratorio. Asistencia de los alumnos a práctica: se pasará lista de asistencia al inicio y término de cada sesión. Disciplina: no introducir alimentos al laboratorio, atención durante la explicación de la practica, tener cuidado con el material y equipo que se utilice. Normas de Seguridad Específicas en la Práctica Tipo de peligroComo evitarloComo proceder en casode un accidenteQuemaduras por fuegoManeja las sustancias flamables del área del mechero.No flamees con el mechero los matraces que contengan tales sustancias aún cuando están muy diluidas.No prendas un mechero de gas con otro mechero.Avisa de inmediato al instructor. Utiliza el botiquín de primeros auxilios.La pomada de picrato se puede utilizar en caso de quemadas.Inhalación de algún contaminante.Mantener una distancia prudente del compuesto a degradar.A destapar el recipiente que lo contiene, hazlo volcando la tapa hacia ti.Dirígete de inmediato a un área abierta libre de los gases.Da aviso de inmediato al instructor.Incendio por el uso de lámpara de alcohol, en las preparaciones al microscopio.Sigue las reglas de seguridad y las instrucciones del instructor.No agites los mecheros y mantenlos en posición vertical.No permitas que la cantidad de alcohol sobrepase las ¾ de capacidad del mechero.Avisa de inmediato al instructor.Trata de sofocar el incendio una bata de algodón es una buena herramienta para ello.Sigue las instrucciones del extinguidor en aviso necesario. EVALUACION DE PRÁCTICAS DE LABORATORIO El trabajo se realizará en equipo. Las prácticas realizadas por los alumnos tendrá que evaluarse en base a los siguientes requisitos: Asistencia a prácticas, estas serán firmadas por el laboratorista. La entrega del reporte de prácticas será individual y deberá ser entregada a los 8 días de realizada, para ser calificada. El contenido de reporte de práctica deberá contener: Hoja de presentación (nombre de la institución, alumno, maestro del laboratorio, maestro de la materia, materia, grupo y grado, fecha de entrega), Titulo, introducción, material, metodología, resultados (dibujos y observaciones) y conclusiones. El reporte deberá entregarse en forma manuscrita y que presente limpieza. La calificación del laboratorio se realizará de la siguiente manera: Cada práctica tendrá un valor del cero al diez, se promediaran en el total de prácticas realizadas; además, se tomará en cuenta la asistencia y disciplina. Agregar una cuartilla de información referente al tema que se trate (Investigación documental), con su respectiva cita bibliográfica. La Investigación Documental, se define como el proceso por el cual se busca la información a través de los centros de documentación, bibliotecas, Internet, archivos y en general cualquier lugar donde se pueda encontrar documentos para obtener los datos necesarios sobre el tema seleccionado. Como citar información obtenida de libros: Autor. Año. Titulo. Edición. Editorial. Paginas consultadas. País. Ejemplo: Devlin, R. M. 1982. Fisiología Vegetal. Cuarta edición. Ediciones Omega. Pp 45-82. España. Como citar información obtenida de revistas: Autor. Año. Titulo del artículo. Nombre de la revista. Volumen o año o número. Paginas del artículo. País. Ejemplo: Bernstein, L. 1963. Osmotic adjustment of plants to saline media. II. Dymanic phase. Amer. Journal of Botany 50(4): 360. Como citar información obtenida de Internet: Internet: Autor. Año. Titulo. Fecha de consulta. Disponible en: se escribe la dirección de la página donde se encuentra la información; en caso de no traer autor se le pone anónimo. Anónimo. s/f. Histología vegetal. Junio de 2008. Disponible en: http://www.geocities.com/plantasperunn/web_bot/HISTOLOGIA.htm -685800048006000ñkkljjkhhj 8115300137795 Cipriano Fuentes Verduzco Francisco Ariel Camacho Inzunza 4953000152400-533400152400 MC. Héctor Milesio Cuén Ojeda Rector de la Universidad Autónoma de Sinaloa Med. Esp. Jesús Madueña Molina Secretario General de la Universidad Autónoma de Sinaloa. MC. Cesar Arturo Palacios Mondaca Director de la Escuela Superior de Agricultura del Valle del Fuerte MC. Artemio Herrera Inda Secretario Académico de la Escuela Superior de Agricultura del Valle del Fuerte Ing. Cipriano Fuentes Verduzco MC. Francisco Ariel Camacho Inzunza Responsables del Laboratorio de Citogenética INTRODUCCION La Citogenética, es la ciencia que estudia las funciones físicas y químicas de la célula y sus organelos, principalmente a los cromosomas, al estudiar su estructura y su relación con la herencia (tendencia de los seres vivos a transmitir sus características a la siguiente generación) y variación (tendencia de los seres vivos a diferenciarse entre sí). Su finalidad es de estudiar las causas que provocan variabilidad, estudiándola de la base misma de la herencia, lo cual contribuirá en el avance científico de la genética y por lo tanto en el desarrollo de las técnicas en el mejoramiento de las especies. Existen dos tipos de células: las procarióticas, son células primitivas, donde los componentes metabólicos y hereditarios están mezclados (bacterias); y las Eucarióticas, en estas células el material hereditario está aislado de los componentes metabólicos en un organelo llamado núcleo, rodeado por una membrana, que se localiza en el centro de la célula (célula vegetal y animal). La célula vegetal posee pared celular, plastos, vacuolas, y la célula animal posee membrana plasmática y centríolos; y ambas poseen retículo endoplásmico liso y rugoso, ribosomas, sistema de golgi, mitocondrias, núcleo y nucléolo. Uno de los principales organelos de las células es el núcleo ya que es el centro de control primario de todas las actividades celulares, es decir, dirige todas las actividades de la célula (reproducción, herencia, nutrición y regeneración) y en él se lleva a cabo la replicación del ADN y síntesis de proteínas. Los organelos nucleares llamados cromosomas son de estructura compleja formados por una fibra de cromatina que contiene doble hélice de ADN y proteínas de bajo peso molecular llamadas histónas y proteínas ácidas (no histónicas), estos tres componentes forman la cromatina, también poseen minerales como el calcio y el magnesio, enzimas y RNA; en su interior se encuentran los genes. La función de los cromosomas es la de transmitir la herencia de generación en generación, ya que son estos los que contienen la información genética codificada y mantienen su misma estructura de una generación a otra. La importancia de los cromosomas radica en que se les pueden aplicar técnicas y tecnologías de la ingeniería genética, para ocasionar con ello mutaciones, modificaciones y/o alteraciones en los individuos, aprovechadas para mejorar las especies, que pueden ser benéficas o malignas; con ello contribuir en el avance de la biotecnología al utilizar la clonación y la formación de organismos transgénicos resistentes a plagas, enfermedades, estrés hídrico, salinidad, además, producir nuevos híbridos con alto rendimiento y contenido de proteínas (granos, semillas, hortalizas, frutales), además, ganado con mayor producción de carne. Para con esto aumentar la producción de alimentos que demanda la población mundial. Citoplasma Introducción El citoplasma también es llamado matriz citoplásmica o plasma fundamental, tiene una consistencia viscosa coloidal compuesto por una mezcla heterogénea de proteínas, lípidos, algunos carbohidratos, minerales, sales, agua y además de las diferentes enzimas celulares solubles y es el lugar donde ocurren reacciones metabólicas como la glucólisis. Este se encuentra limitado por la membrana fundamental y por la membrana nuclear, sirve como medio de sostén a casi todos los organelos celulares: ribosomas, mitocondrias, aparato de golgi, retículo endoplasmático liso y rugoso, centríolos, vacuolas y plastos con excepción del núcleo. Está formado por dos partes: el ectoplasma, se localiza cerca de la membrana celular, tiende a ser un poco más sólido; y el endoplasma se encuentra hacia el interior y es más fluido. Presenta dos tipos de movimientos: el de ciclosis el cual consiste en movimientos circulatorios del citoplasma en sentidos de las manecillas del reloj el cual acarrea a todas las substancias y organelos que se encuentran en él; y el movimiento browniano, en este el citoplasma se mueve en forma ascendente y descendente para evitar el asentamiento de organelos celulares y de las substancias. Objetivo El alumno diferenciará e identificará el citoplasma en células vegetales. Material Aguja de disección Navaja Porta y cubreobjetos Colorante: Fuscina ácida Microscopio biológico Tejidos vegetales Metodología De los tejidos proporcionados, se les desprenderá la epidermis con ayuda de la aguja y de la navaja, posteriormente se coloca en agua destilada para evitar su deshidratación, luego se coloca en un pequeño trozo de epidermis en el portaobjeto y se le añade una gota del colorante (Fuscina ácida), por ultimo se le coloca un cubreobjetos, para pasar a observarlo al microscopio biológico con el objetivo de 10 X y en el de 40 X. Resultados Deberá de realizar el dibujo correspondiente a lo observado. Separación de la Clorofila de los Otros Pigmentos Vegetales Introducción La clorofila es el pigmento que les proporciona el color verde a las plantas. Este pigmento capta la energía solar y la acumula en la planta en forma de proteínas y azucares, donde la clorofila no es el único pigmento de las plantas verdes, también están presentes la xantofila que produce tonalidades de amarillo, café y similares y el caroteno produce tonalidades del rojo, anaranjado y similares. Pero la clorofila, con su color verde enmascara los otros pigmentos. En otoño la clorofila se destruye rápidamente en algunos árboles y entonces aparece la coloración de los otros pigmentos y las hojas se vuelven rojas, amarillas. Existen varios tipos de clorofila, al ser las más abundantes y conocidas la clorofila “a” y “b”, donde las formulas empíricas de estas son: Clorofila “a” C55H72O5N4Mg y su tonalidad es verde azulada Clorofila “b” C55H70O6N4Mg y su tonalidad es amarillo verdosa Para la síntesis de clorofila debe de haber luz y magnesio, al faltar estos en las plantas se tornan cloróticas, en donde las hojas quedan de color blanco o amarillo ya que el Mg es constituyente del núcleo de la clorofila y su deficiencia ocasiona clorosis en las plantas. Objetivo El alumno extraerá e identificará a los pigmentos fotosintéticos (carotenos, xantofilos, clorofila “a” y “b”) mediante la técnica de cromatografía en papel Material Mortero Navaja Alcohol Papel filtro Tela mosquitera Vasos de precipitado Hojas frágiles de vegetales Metodología Las hojas frágiles de vegetales proporcionadas por el laboratorista deberán de ser lavadas y se les retirarán las nervaduras. En el mortero agregue dos cm de alcohol metílico, coloque la tela mosquitera, posteriormente con la navaja corte en trozos las hojas para ponerlas sobre la tela y presiónelas hasta que el liquido adquiera un color verde obscuro, retire la tela con el resto de las hojas molidas, por último se agrega esta solución en un vaso de precipitado y se sumerge en este un extremo de papel filtro doblado en forma de “V”. Se espera unos minutos para observar que el filtro arrastra consigo los tres pigmentos, de los cuales el caroteno y la xantofila de color amarillo, suben más rápidamente que la clorofila “a” y “b”. La separación de los productos disueltos en un liquido, por medio de un papel filtro, se le denomina cromatografía. Resultados Después del tiempo considerado, deberá de hacer las anotaciones correspondientes y sacar las conclusiones sobre lo observado, por ejemplo; que colores se observan en el papel filtro, cual apareció más pronto, etc. Composición Química del Protoplasma Introducción La célula está formada por protoplasma, es el material viviente que existe como fase acuosa heterogénea, está for

Conjunto de manuales

Recommandé

Recommandé

Contenu connexe

Tendances

Tendances (19)

En vedette

En vedette (11)

Similaire à Conjunto de manuales

Similaire à Conjunto de manuales (20)

Conjunto de manuales