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LA RÉPUBLIQUE ALGÉRIENNE DÉMOCRATIQUE ET POPULAIRE

  LE MINISTÈRE DE L’ENSEIGNEMENT SUPÉRIEUR ET DE LA RECHERCHE SCIENTIFIQUE

L’ÉCOLE NATIONALE SUPÉRIEURE DE SCIENCES DE LA MER ET DE L’AMÉNAGEMENT DU LITTORAL




                  Rapport du stage
       Tenu du 24 à 28 Mai 2012 au Jardin d’essai à El Hamma, Alger



Procédé pratique de la reproduction artificielle
                    la
   chez la carpe Koï Cyprinus carpio carpio




ZEGHIDA Salah-Eddine
              Eddine
zsalah13@yahoo.fr                                               Suivi par :

                                                                  Mr Belhasnet


                            4ème année Aquaculture
                                   2011/2012
Plan



       Introduction………………………………………………………… 04

       L’environnement du stage………………………………………….. 04

       Objectifs du travail…………………………………………………...05

       Nettoyage de la cascade……………………………………………...06

       Sexage et sélection …………………………………………………..08

       Transport des géniteurs.…………………………………………….. 10

       Adaptation des géniteurs……………………………………………..12

       Anesthésie des poissons ……………………………………………..12

       Contrôle pondéral ……...…………………………………………….12

       Traitement hormonal ………………………………………………...14

       Injection ……………………………………………………………...15

       Fécondation artificielle……………………………………………….16

       Prélèvement des gamètes …………………………………………….18

       Ajout de la solution fécondante ……………………………………...18

       Elimination de l’adhésivité …………………………………………..19

       Incubation des œufs ………………………………………………….20

       Conclusion …………………………………………………………...21
Introduction



       La maitrise de faire reproduire un animal aquacole d’intérêt commercial
est exigence très impérative pour un ingénieur en aquaculture.



       Après avoir passé quelques mois à étudier le procédé de la reproduction
artificielle chez les espèces d’intérêt aquacole en classe sous aspect théorique,
l’heure nous est présenté pour accéder un pratique de cette technique
primordiale à réussir un élevage rentable quantitativement et rassurant
qualitativement.



      Ce stage qui a eu lieu de 24 à 28 Mai 2012 au niveau du Jardin d’essai à
El-Hamma, Alger, nous a permis de faire un grand pas de connaissance et une
richesse d’expérience dans notre domaine.




L’environnement du stage



      Le stage se déroulait la plupart du temps au niveau du parc zoologique du
Jardin d’essai du Hamma, situé dans le quartier de Hamma à Alger, est un
jardin luxuriant, qui s'étend en amphithéâtre, au pied du Musée National des
Beaux-arts d'Alger, de la rue Mohamed Belouizdad à la rue Hassiba Ben
Bouali, sur une superficie de 62 hectares.
Créé en 1832, il est considéré comme l'un des jardins d'essai et
d'acclimatation les plus importants au monde.


     Le jardin d'essai est desservi par la station Jardin d'essai du métro
d'Alger1.


       Dans le parc ou il se trouve un bureau et si on peut dire un laboratoire
d’aquaculture annexe de l’école de l’aquaculture qui est un centre de recherche
dans l’aquaculture, c’est là qu’on a fait notre stage.




Objectifs du travail



      L’objectif est principalement la pratique de la technique de la
reproduction artificielle chez la carpe Koï, cette espèce aquatique d’ornement
d’origine japonaise, est de la famille des cyprinidés (Lennaeus, 1758),
convenable aux bassins d’eau froide, et présente une multitude de variétés de
couleur de sa peau ce qu’il fait d’elle un objet de l’aquariophilie, pas seulement
en Algérie mais un peu partout dans le monde.




1
 Présentation du jardin est prise de l’introduction du site web « wikipédia.com » sur le sujet intitulé ‘’Jardin
d’essai du Hamma’’.
Le 24 Mai 2012 :

      Nous avons commencé le travail à partir de 09:00H du matin.

Ce jour là nous avons :

Pêché les alevins du bassin d’élevage larvaire (Mise en charge du bassin avec
des post-larves Juin 2011)




Fig.01: Pêche des alevins avec une senne. Fig.02: Alevins d’une année.



      Nous avons pêché presque cent alevins que nous avons transférés dans un
aquarium vivier.

Puis on a vidés le bassin.

Nettoyage de la cascade :

      Nous avons pêché la cascade à moitié afin de faciliter la pêche des
poissons maintenus dans ce bassin.

      La pêche était très difficile parce que les poissons se cachaient sous les
rochers de la cascade.

       Les poissons pêchés (14 poissons: 20-25 cm) ont été transféré dans deux
petits bassins circulaires afin de sélectionner quelques géniteurs matures pour la
reproduction.
Fig.03: Poisson pêché dans la cascade

      Après la pêche, nous avons vidé la cascade avec des bassines pour la
nettoyer. La cascade était pleine de vase vu qu’elle n’a pas été nettoyée depuis
plus de 2 ans.




                        Fig.04: Nettoyage de la cascade
Sexage et sélection :

       Nous avons mis les poissons pêchés dans la cascade dans une bassine
contenant 10L d’eau avec de l’anesthésie (phénoxyl-éthanol : 5ml/10L) pour
sélectionner les géniteurs prêts pour la reproduction (voir les critères de
sélection et de sexage plus loin).




      Fig.05: Femelles sélectionnées                 Fig.06: Mâles sélectionnés



Les géniteurs sélectionnés retournent dans les bacs circulaires sexe séparé.

Les autres sont transférés dans le bassin du jardin français et le grand étang.



Le 25 Mai 2012 :

      Nous avons transféré les post-larves âgées de 4 jours dans le bassin
d’élevage larvaire.

Puis nous avons continué le nettoyage de la cascade.
Fig.07: Dévasage de la cascade         Fig.08 : Emballage de la vase à jetée

Après on a transféré les alevins d’une année dans la cascade.



Le 26 Mai 2012 :

       Nous avons transférés le reste des post larves vers le bassin d’élevage
larvaire.

      On a fertilisé le bassin d’élevage larvaire avec des bottes d’herbes
sèches.




                                                                 Botte d’herbe sèche




Fig.09: Mise en place des bottes d’herbes sèches



17:00h : pêche des géniteurs dans le grand étang :

On a utilisé une senne et un filet trémail pour la pêche.
Fig.10: Pêche des géniteurs



Transport des géniteurs :

      Les géniteurs sélectionnés sont transportés dans des bassines de 50 litres à
pied vers la chambre de manipulation à l’intérieur du Zoo.

Sexage et sélection sur place : (après anesthésie)

Sélection :

      On a choisi des géniteurs sains et sans malformation.

Sexage :

      Le sexage a été fait d’après les critères suivants :

Femelle mature :

       Vente gonflé et bombé, papille génital concave, orifice génital rond et
rosâtre, protubérance anale, écoulement d’un liquide jaunâtre par légère pression
abdominale.

Mâle mur :

       Corps svelte, papille génital convexe, orifice génital en fente, expulsion de
laitance par légère pression abdominale.
Fig.11: Sexage



Détermination de l’état de maturation des géniteurs :

      Prélèvement des ovocytes avec un tuyau à air

      Transfert des ovocytes pour observation dans du liquide de SERR

Liquide de SERRA : alcool à 95° (6 volumes) + formol (3 volumes) + acide
acétique (1 volume).

L’observation n’a pas été faite vu le manque de produits.




  Fig.12: Prélèvement des ovocytes                   Fig.13: Ovocytes
Adaptation des géniteurs :

      T°C : 22°C et aération en permanence




Fig.14: Transfert des géniteurs dans les bassins de stabulation sexe séparé



Anesthésie des poissons :

      0,5 ml/l de phénoxyl-éthanol




                               Fig.15: Anesthésie



Contrôle pondéral :

      Pour déterminer la dose d’hypophyse à injecter pour chaque géniteur.
Fig.16: Pesage des géniteurs

        Nous n’avons pas pesé les géniteurs parce qu’on n’avait pas de balance la
nuit.

      On a estimé approximativement le poids des géniteurs grâce à
l’expérience du Mr. BELHASNET.

Géniteurs utilisés :

        Femelle :

        Nom                               Poids
        Hlima                             1500g
        Fatima                            1500g
        Saadia                            500g
        Dhahbia                           500g
        Wardia                            500g
        Zoulikha                          500g


        Mâle :

   Nom                                    Poids
   Zoubir                                 500g
   Boualem                                500g
   Keddour                                500g
   Antar                                  500g
   Abbas                                  1000g
   Seddouki                               1000g
Traitement hormonal :

      Hormones et dose injectée :

       On a utilisé l’hypophyse de carpe importée d’USA (EPC) et l’hypophyse
extraite des carpes chinoises par Dr. BELHASNET.

      On a dilué l’hypophyse dans de l’eau physiologique.

Calcul des doses à injecter pour chaque géniteur :

Femelle :

      3mg/kg de poids vif administré en deux injections :

Première injection : 1/10 de la dose totale

Deuxième injection : le reste de la dose

  Nom         Poids      Dose total   1ère inject° Intervalle 2ème
                         mg/kg                                inject°
  Hlima       1500g      4,5mg        0,45mg       240°h      4,05mg
  Fatima      1500g      4,5 mg       0,45mg       240°h      4,05mg
  Saadia      500g       1,5 mg       0,15mg       240°h      1,35mg
  Dhahbia     500g       1,5 mg       0,15mg       240°h      1,35mg
  Wardia      500g       1,5 mg       0,15mg       240°h      1,35mg
  Zoulikha    500g       1,5mg        0,15mg       240°h      1,35mg


Mâle :

      1mg/kg de poids vif en une seule injection lors de la deuxième injection
des femelles.

Nom                          Poids                     Dose totale mg/kg
Zoubir                       500g                      0,5mg
Boualem                      500g                      0,5mg
Keddour                      500g                      0,5mg
Antar                        500g                      0,5mg
Abbas                        1000g                     1mg
Seddouki                     1000g                     1mg
Calcul de la dose total d’hypophyse :

F= (4,5x2)+(1,5x4)=15mg

M= (0,5x4)+(1x2)=4mg

Dose=F+M=19mg

Dose totale =15+4+une marge de sécurité de 10%=20,9mg=21mg

Nombre d’hypophyse nécessaire :

Le poids moyen d’une glande=3mg

Nombre d’hypophyses nécessaires : 21mg/3mg=7 hypophyses

Préparation de la solution hormonale :

      Broyez dans un mortier le nombre voulu d'hypophyses jusqu'à obtention
d'une bouillie ou d'une poudre fine.

Diluer l’hypophyse dans 10 ml d’eau physiologique.

Injection :

      Injection intramusculaire dorsale. L’injection se fait avec une seringue
graduée de 5ml. On introduit la seringue avec un angle de 45°.

Géniteur Hlima:




                                   Fig.17: Hlima

1ère injection : 20:00h

21mg            10ml d’eau physiologique
0,45mg            0,2ml




                             Fig.18: injection hormonale



       Après la première injection on a remet les géniteurs dans les bassins et on
les a couvert avec une senne.




              Fig.19: bassin des géniteurs couvert avec une senne

On a mesuré la température chaque heure :

  Heure                     T°C                         °h cumulés
  20 :20                    21                          21
  21 :20                    21,5                        42,5
  22 :20                    21,5                        64
  23 :20                    22                          86
  00 :20                    23                          109
01 :20                     23                       132
  02 :20                     22,5                     154,5
  03 :20                     22,5                     177
  04 :20                     23                       200
  05 :20                     22,5                     222,25
  06 :20                     22,8                     245,3      (2ème
                                                      injection)
  07 :20                     22,8                     268,1


27 Mai 2012 :

2ème injection : 07:13h

4,05 mg            2ml
Remettre les géniteurs dans les bassins.

Après la deuxième injection, on a mesuré la température chaque heure :

   Heure                     T°C                     °h cumulés
   7 :30                     21                      21
   8 :30                     21,5                    42,5
   9 :30                     21,5                    64
   10 :30                    22                      86
   11 :30                    22                      108
   12 :30                    22                      130
   13 :30                    22,5                    152,5
   14 :30                    23                      175,5
   15 :30                    23                      198 ,5
   16 :30                    23                      221,5
   17 :30                    23                      244,5
   18 :30                    23                      267,5
   19 :30                                            Ponte


      Après 130°h on a introduit un mâle indicateur (il suit ardemment les
femelles juste en ovulation) dans le bassin des femelles.

Fécondation artificielle :

Stripping: à partir de 18:50h
C’est la récolte des gamètes mâles et femelles sous pression abdominale,
on a suivi la méthode sèche dite RUSS.

Prélèvement des gamètes :




Fig.20: prélèvement des ovules           Fig.21: prélèvement de la laitance

     Les produits sexuels récupérés sont d’abord mélangés à sec à l’aide d’une
plume pendant 30 secondes.




                    Fig.22: Mélange des produits sexuels



Ajout de la solution fécondante :

      Solution fécondante: 3g d’urée+4g de NaCl+1L d’eau.
Fig.23: Préparation de la
solution de fécondation (on a
préparé 5L)




     On a ajouté deux fois le volume des œufs de la solution fécondante et
mélangé pendant 5 minutes puis évacué la solution.




                     Fig.24: Ajout de la solution fécondante



Elimination de l’adhésivité :

     Pour éliminer l’adhésivité des œufs 3 bains successifs de lait après chaque
15 minutes.

Solution du lait : 1L de lait +4L d’eau



       Fig.25: Préparation de la
solution du lait
Fig.26: Elimination de l’adhésivité par le lait



Incubation des œufs :

       Après l’élimination de l’adhésivité, on a lavé les œufs plusieurs fois avec
l’eau pure et on les a mis dans les bassins de stabulation pour l’incubation à une
température de 20-21°C.

      Au fond du bassin on a mis une moustiquaire pour faciliter l’élimination
des déchets.




                    Fig.27: Mise en place de la moustiquaire
Fig.28: Œufs après plusieurs rinçages Fig.29: Incubation des œufs dans des bacs



      Après deux jours d’incubation, l’incubation se poursuit en circuit ouvert
(après l’éclosion, il y aura une importante production d’ammoniaque).

Début d’éclosion à partir du quatrième jour.



Conclusion :

       Ce stage était très bénéfique pour nous tous, on a appris beaucoup de
chose, de la pèche, de manipuler un géniteur, de pratiquer l’insémination
artificielle et surtout suivre toute l’opération durant 4 jours.

      Faire reproduire un poisson d’intérêt aquacole est un processus qui
nécessite une présence permanente, une patience et une régularité d
manipulateur, bien que ce soit un métier indépendant qui exige la maitrise totale
d’une certaine technique qui ne peut pas être à la main de n’importe qui.

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  • 1. LA RÉPUBLIQUE ALGÉRIENNE DÉMOCRATIQUE ET POPULAIRE LE MINISTÈRE DE L’ENSEIGNEMENT SUPÉRIEUR ET DE LA RECHERCHE SCIENTIFIQUE L’ÉCOLE NATIONALE SUPÉRIEURE DE SCIENCES DE LA MER ET DE L’AMÉNAGEMENT DU LITTORAL Rapport du stage Tenu du 24 à 28 Mai 2012 au Jardin d’essai à El Hamma, Alger Procédé pratique de la reproduction artificielle la chez la carpe Koï Cyprinus carpio carpio ZEGHIDA Salah-Eddine Eddine zsalah13@yahoo.fr Suivi par : Mr Belhasnet 4ème année Aquaculture 2011/2012
  • 2. Plan Introduction………………………………………………………… 04 L’environnement du stage………………………………………….. 04 Objectifs du travail…………………………………………………...05 Nettoyage de la cascade……………………………………………...06 Sexage et sélection …………………………………………………..08 Transport des géniteurs.…………………………………………….. 10 Adaptation des géniteurs……………………………………………..12 Anesthésie des poissons ……………………………………………..12 Contrôle pondéral ……...…………………………………………….12 Traitement hormonal ………………………………………………...14 Injection ……………………………………………………………...15 Fécondation artificielle……………………………………………….16 Prélèvement des gamètes …………………………………………….18 Ajout de la solution fécondante ……………………………………...18 Elimination de l’adhésivité …………………………………………..19 Incubation des œufs ………………………………………………….20 Conclusion …………………………………………………………...21
  • 3. Introduction La maitrise de faire reproduire un animal aquacole d’intérêt commercial est exigence très impérative pour un ingénieur en aquaculture. Après avoir passé quelques mois à étudier le procédé de la reproduction artificielle chez les espèces d’intérêt aquacole en classe sous aspect théorique, l’heure nous est présenté pour accéder un pratique de cette technique primordiale à réussir un élevage rentable quantitativement et rassurant qualitativement. Ce stage qui a eu lieu de 24 à 28 Mai 2012 au niveau du Jardin d’essai à El-Hamma, Alger, nous a permis de faire un grand pas de connaissance et une richesse d’expérience dans notre domaine. L’environnement du stage Le stage se déroulait la plupart du temps au niveau du parc zoologique du Jardin d’essai du Hamma, situé dans le quartier de Hamma à Alger, est un jardin luxuriant, qui s'étend en amphithéâtre, au pied du Musée National des Beaux-arts d'Alger, de la rue Mohamed Belouizdad à la rue Hassiba Ben Bouali, sur une superficie de 62 hectares.
  • 4. Créé en 1832, il est considéré comme l'un des jardins d'essai et d'acclimatation les plus importants au monde. Le jardin d'essai est desservi par la station Jardin d'essai du métro d'Alger1. Dans le parc ou il se trouve un bureau et si on peut dire un laboratoire d’aquaculture annexe de l’école de l’aquaculture qui est un centre de recherche dans l’aquaculture, c’est là qu’on a fait notre stage. Objectifs du travail L’objectif est principalement la pratique de la technique de la reproduction artificielle chez la carpe Koï, cette espèce aquatique d’ornement d’origine japonaise, est de la famille des cyprinidés (Lennaeus, 1758), convenable aux bassins d’eau froide, et présente une multitude de variétés de couleur de sa peau ce qu’il fait d’elle un objet de l’aquariophilie, pas seulement en Algérie mais un peu partout dans le monde. 1 Présentation du jardin est prise de l’introduction du site web « wikipédia.com » sur le sujet intitulé ‘’Jardin d’essai du Hamma’’.
  • 5. Le 24 Mai 2012 : Nous avons commencé le travail à partir de 09:00H du matin. Ce jour là nous avons : Pêché les alevins du bassin d’élevage larvaire (Mise en charge du bassin avec des post-larves Juin 2011) Fig.01: Pêche des alevins avec une senne. Fig.02: Alevins d’une année. Nous avons pêché presque cent alevins que nous avons transférés dans un aquarium vivier. Puis on a vidés le bassin. Nettoyage de la cascade : Nous avons pêché la cascade à moitié afin de faciliter la pêche des poissons maintenus dans ce bassin. La pêche était très difficile parce que les poissons se cachaient sous les rochers de la cascade. Les poissons pêchés (14 poissons: 20-25 cm) ont été transféré dans deux petits bassins circulaires afin de sélectionner quelques géniteurs matures pour la reproduction.
  • 6. Fig.03: Poisson pêché dans la cascade Après la pêche, nous avons vidé la cascade avec des bassines pour la nettoyer. La cascade était pleine de vase vu qu’elle n’a pas été nettoyée depuis plus de 2 ans. Fig.04: Nettoyage de la cascade
  • 7. Sexage et sélection : Nous avons mis les poissons pêchés dans la cascade dans une bassine contenant 10L d’eau avec de l’anesthésie (phénoxyl-éthanol : 5ml/10L) pour sélectionner les géniteurs prêts pour la reproduction (voir les critères de sélection et de sexage plus loin). Fig.05: Femelles sélectionnées Fig.06: Mâles sélectionnés Les géniteurs sélectionnés retournent dans les bacs circulaires sexe séparé. Les autres sont transférés dans le bassin du jardin français et le grand étang. Le 25 Mai 2012 : Nous avons transféré les post-larves âgées de 4 jours dans le bassin d’élevage larvaire. Puis nous avons continué le nettoyage de la cascade.
  • 8. Fig.07: Dévasage de la cascade Fig.08 : Emballage de la vase à jetée Après on a transféré les alevins d’une année dans la cascade. Le 26 Mai 2012 : Nous avons transférés le reste des post larves vers le bassin d’élevage larvaire. On a fertilisé le bassin d’élevage larvaire avec des bottes d’herbes sèches. Botte d’herbe sèche Fig.09: Mise en place des bottes d’herbes sèches 17:00h : pêche des géniteurs dans le grand étang : On a utilisé une senne et un filet trémail pour la pêche.
  • 9. Fig.10: Pêche des géniteurs Transport des géniteurs : Les géniteurs sélectionnés sont transportés dans des bassines de 50 litres à pied vers la chambre de manipulation à l’intérieur du Zoo. Sexage et sélection sur place : (après anesthésie) Sélection : On a choisi des géniteurs sains et sans malformation. Sexage : Le sexage a été fait d’après les critères suivants : Femelle mature : Vente gonflé et bombé, papille génital concave, orifice génital rond et rosâtre, protubérance anale, écoulement d’un liquide jaunâtre par légère pression abdominale. Mâle mur : Corps svelte, papille génital convexe, orifice génital en fente, expulsion de laitance par légère pression abdominale.
  • 10. Fig.11: Sexage Détermination de l’état de maturation des géniteurs : Prélèvement des ovocytes avec un tuyau à air Transfert des ovocytes pour observation dans du liquide de SERR Liquide de SERRA : alcool à 95° (6 volumes) + formol (3 volumes) + acide acétique (1 volume). L’observation n’a pas été faite vu le manque de produits. Fig.12: Prélèvement des ovocytes Fig.13: Ovocytes
  • 11. Adaptation des géniteurs : T°C : 22°C et aération en permanence Fig.14: Transfert des géniteurs dans les bassins de stabulation sexe séparé Anesthésie des poissons : 0,5 ml/l de phénoxyl-éthanol Fig.15: Anesthésie Contrôle pondéral : Pour déterminer la dose d’hypophyse à injecter pour chaque géniteur.
  • 12. Fig.16: Pesage des géniteurs Nous n’avons pas pesé les géniteurs parce qu’on n’avait pas de balance la nuit. On a estimé approximativement le poids des géniteurs grâce à l’expérience du Mr. BELHASNET. Géniteurs utilisés : Femelle : Nom Poids Hlima 1500g Fatima 1500g Saadia 500g Dhahbia 500g Wardia 500g Zoulikha 500g Mâle : Nom Poids Zoubir 500g Boualem 500g Keddour 500g Antar 500g Abbas 1000g Seddouki 1000g
  • 13. Traitement hormonal : Hormones et dose injectée : On a utilisé l’hypophyse de carpe importée d’USA (EPC) et l’hypophyse extraite des carpes chinoises par Dr. BELHASNET. On a dilué l’hypophyse dans de l’eau physiologique. Calcul des doses à injecter pour chaque géniteur : Femelle : 3mg/kg de poids vif administré en deux injections : Première injection : 1/10 de la dose totale Deuxième injection : le reste de la dose Nom Poids Dose total 1ère inject° Intervalle 2ème mg/kg inject° Hlima 1500g 4,5mg 0,45mg 240°h 4,05mg Fatima 1500g 4,5 mg 0,45mg 240°h 4,05mg Saadia 500g 1,5 mg 0,15mg 240°h 1,35mg Dhahbia 500g 1,5 mg 0,15mg 240°h 1,35mg Wardia 500g 1,5 mg 0,15mg 240°h 1,35mg Zoulikha 500g 1,5mg 0,15mg 240°h 1,35mg Mâle : 1mg/kg de poids vif en une seule injection lors de la deuxième injection des femelles. Nom Poids Dose totale mg/kg Zoubir 500g 0,5mg Boualem 500g 0,5mg Keddour 500g 0,5mg Antar 500g 0,5mg Abbas 1000g 1mg Seddouki 1000g 1mg
  • 14. Calcul de la dose total d’hypophyse : F= (4,5x2)+(1,5x4)=15mg M= (0,5x4)+(1x2)=4mg Dose=F+M=19mg Dose totale =15+4+une marge de sécurité de 10%=20,9mg=21mg Nombre d’hypophyse nécessaire : Le poids moyen d’une glande=3mg Nombre d’hypophyses nécessaires : 21mg/3mg=7 hypophyses Préparation de la solution hormonale : Broyez dans un mortier le nombre voulu d'hypophyses jusqu'à obtention d'une bouillie ou d'une poudre fine. Diluer l’hypophyse dans 10 ml d’eau physiologique. Injection : Injection intramusculaire dorsale. L’injection se fait avec une seringue graduée de 5ml. On introduit la seringue avec un angle de 45°. Géniteur Hlima: Fig.17: Hlima 1ère injection : 20:00h 21mg 10ml d’eau physiologique
  • 15. 0,45mg 0,2ml Fig.18: injection hormonale Après la première injection on a remet les géniteurs dans les bassins et on les a couvert avec une senne. Fig.19: bassin des géniteurs couvert avec une senne On a mesuré la température chaque heure : Heure T°C °h cumulés 20 :20 21 21 21 :20 21,5 42,5 22 :20 21,5 64 23 :20 22 86 00 :20 23 109
  • 16. 01 :20 23 132 02 :20 22,5 154,5 03 :20 22,5 177 04 :20 23 200 05 :20 22,5 222,25 06 :20 22,8 245,3 (2ème injection) 07 :20 22,8 268,1 27 Mai 2012 : 2ème injection : 07:13h 4,05 mg 2ml Remettre les géniteurs dans les bassins. Après la deuxième injection, on a mesuré la température chaque heure : Heure T°C °h cumulés 7 :30 21 21 8 :30 21,5 42,5 9 :30 21,5 64 10 :30 22 86 11 :30 22 108 12 :30 22 130 13 :30 22,5 152,5 14 :30 23 175,5 15 :30 23 198 ,5 16 :30 23 221,5 17 :30 23 244,5 18 :30 23 267,5 19 :30 Ponte Après 130°h on a introduit un mâle indicateur (il suit ardemment les femelles juste en ovulation) dans le bassin des femelles. Fécondation artificielle : Stripping: à partir de 18:50h
  • 17. C’est la récolte des gamètes mâles et femelles sous pression abdominale, on a suivi la méthode sèche dite RUSS. Prélèvement des gamètes : Fig.20: prélèvement des ovules Fig.21: prélèvement de la laitance Les produits sexuels récupérés sont d’abord mélangés à sec à l’aide d’une plume pendant 30 secondes. Fig.22: Mélange des produits sexuels Ajout de la solution fécondante : Solution fécondante: 3g d’urée+4g de NaCl+1L d’eau.
  • 18. Fig.23: Préparation de la solution de fécondation (on a préparé 5L) On a ajouté deux fois le volume des œufs de la solution fécondante et mélangé pendant 5 minutes puis évacué la solution. Fig.24: Ajout de la solution fécondante Elimination de l’adhésivité : Pour éliminer l’adhésivité des œufs 3 bains successifs de lait après chaque 15 minutes. Solution du lait : 1L de lait +4L d’eau Fig.25: Préparation de la solution du lait
  • 19. Fig.26: Elimination de l’adhésivité par le lait Incubation des œufs : Après l’élimination de l’adhésivité, on a lavé les œufs plusieurs fois avec l’eau pure et on les a mis dans les bassins de stabulation pour l’incubation à une température de 20-21°C. Au fond du bassin on a mis une moustiquaire pour faciliter l’élimination des déchets. Fig.27: Mise en place de la moustiquaire
  • 20. Fig.28: Œufs après plusieurs rinçages Fig.29: Incubation des œufs dans des bacs Après deux jours d’incubation, l’incubation se poursuit en circuit ouvert (après l’éclosion, il y aura une importante production d’ammoniaque). Début d’éclosion à partir du quatrième jour. Conclusion : Ce stage était très bénéfique pour nous tous, on a appris beaucoup de chose, de la pèche, de manipuler un géniteur, de pratiquer l’insémination artificielle et surtout suivre toute l’opération durant 4 jours. Faire reproduire un poisson d’intérêt aquacole est un processus qui nécessite une présence permanente, une patience et une régularité d manipulateur, bien que ce soit un métier indépendant qui exige la maitrise totale d’une certaine technique qui ne peut pas être à la main de n’importe qui.