Muestras La forma apropiada para poder tomar muestras y el maneja de las mismas

1. Dra. María Ortiz

2.  El metodo de laboratorio por lo comun
comprende el estudio microscopico de
materiales que se han obtenido sin teñir y
tejidos y la preparacion de cultivos en
medios idoneos para la prolifereacion de
mecanismos muy diversos.
 La muestar obtenia de la manera mas
adecuada constituye el elemento mas
importantes para el diagnostico de una
infeccion por que los resultados de los
procedimientos de ese tipo en el caso de
enfermedad infecciosas dependen de la
selección.

3.  La cantidad del material debe ser adecuada.
 La muestra debe ser representativa del
cuadro infeccioso.
 Es necesario no contaminar la muestra.
 La muestra debe ser llevada inmediatamente
al laboratorio.
 Contar con mestras significativas.

5.  Paso 1. Tinción con cristal violeta.
Tras su aplicación todos los
microorganismos se tiñen de violeta
 Paso 2. Fijación con una solución de
yodo. Estabiliza el cristal violeta,
todas las bacterias en la preparación
permanecen de color púrpura o azul.
 Paso 3. Extracción con alcohol u otro
solvente. Decolora algunas bacterias
(las Gram negativas) y no otras (las
Gram positivas).
 Paso 4. Tinción de contraste con
safranina. Las bacterias gram
positivas ya están teñidas con cristal
violeta y permanecen de color
púrpura. Las bacterias gram
negativas se tiñen de color rosa.
 A continuación la apariencia de las
bacterias se observa bajo el
microscopio.

6.  También es una tinción diferencial. Se denomina tinción
ácido-alcohol resistente y es específica para una serie de
bacterias con estructura de pared particular, las
micobacterias. La pared de las micobacterias no está
basada en peptidoglicano como las bacterias gram
positivas y gram negativas, sino en ácidos micólicos. Esta
particularidad las hace resistentes a la decoloración con
ácido y alcohol que no se produce en casi ningún otro tipo
bacteriano.

7.  La tinción de Ziehl-Neelsen utiliza tres reactivos. El colorante
primario es la fucsina que tiñe toda la preparación de rojo
brillante. Como mordiente se utiliza flameado de la
preparación con el colorante. La solución decolorante elimina
el colorante primario excepto el los bacilos ácido alcohol
resistentes. (BAAR). Por último el azul de metileno tiñe de
azul el resto de la preparación.
 Esta tinción es útil en la detección de bacterias del género
Micobacterium en muestras de esputo. La presencia de
bacilos rojos sobre fondo azul constituye un diagnóstico casi
definitivo de tuberculosis.

8.  Agar McConkey
 Agar Nutriente
 Agar Levine
 Agar Chapman
 Agar Papa Dextrosa
 Agar Salmonella-Shigella
 Agar Sabouraud
 Agar Sangre
 Caldo Nutriente

9.  Para diseñar un medio de cultivo se debe tener en cuenta no sólo los nutrientes
requeridos por el microorganismo que se desea estudiar, sino también las
condiciones físicas que le permitan crecer, los cuales son:
 Nutrientes: La cantidad y naturaleza de los nutrientes en un medio de cultivo viene
determinada por el rendimiento de un producto determinado, además de los
requerimientos nutricionales del microorganismo.
 pH: Un microorganismo puede alterarse o alterar el pH del medio de cultivo como
resultado de las sustancias producidas por el propio microorganismo. Estos cambios
pueden llegar a inhibir el crecimiento del microorganismo. Estos cambios se pueden
prevenir controlando el pH mediante sistemas tampón, el más utilizado en
microbiología es la combinación de KH2PO4 y K2HPO4.
 Necesidades de gases: los principales gases que afectan al desarrollo microbiano son
el O2 y CO2. Las bacterias presentan una respuesta amplia y variable al O2 libre
clasificándose en 4 grupos:
 Aerobias: bacterias que se desarrollan en presencia de O2 libre
 Anaerobias: bacterias que se desarrollan en ausencia de O2 libre.
 Anaerobias facultativas: bacterias que se desarrollan en presencia o ausencia de O2
libre.
 Microerobias: bacterias que crecen en presencia de pequeñas cantidades de O2 libre

10.  Suministro de luz: Los organismos fotosintéticos deberán
ser expuestos a una fuente de iluminación, la cuál no
debe plantear problemas de variación de temperatura,
por lo que suelen usarse lámparas fluorescentes con un
desprendimiento mínimo de calor.
 Control de temperatura: El desarrollo de las bacterias
depende de reacciones químicas y la velocidad con que
se efectúan, las cuales están influidas por la
temperatura, por lo cuál la temperatura puede, en
parte, determinar el crecimiento de los microorganismos
en estudio. Cada especie microbiana posee una
temperatura óptima de crecimiento clasificándose según
esto en:
 Psicrófilas: capaces de desarrollarse a 0° C o menos. Su
temperatura óptima es alrededor de los 15° C.
 Mesófilas: crecen mejor entre 25 y 40° C.
 Termófilas: crecen mejor entre 45 y 60° C.

11.  Grado de humedad
 Presión osmótica: generalmente se trabaja
en condiciones de isofonía (300 miliosmoles),
aunque existen bacterias que pueden crecer
en concentraciones hipotónicas e
hipertónicas
 Esterilidad
 Protección: El medio de cultivo debe estar
protegido de la contaminación microbiana
ambiental

12.  Agar-Agar: Sustancia mucilaginosa que se
extrae de algunas algas rojas o Rodofíceas,
frecuentes en el Océano Atlántico, Pacífico e
Indico. Es una sustancia amorfa. Se emplea
como medio de cultivo en bacteriología,
como apresto de sedas, como sustituto de la
gelatina, etc.

13.  Químicamente, el Agar-Agar es una mezcla
compleja de sales de polisacáridos,
fundamentalmente, galactósidos. Las grandes
moléculas que lo constituyen determinan sus
cualidades sobresalientes, como coloides y
espesantes, que lo han hecho hasta ahora
insustituible.

 Además de los polisacáridos, el Agar-Agar
contiene numerosos cationes asociados, tales
como sodio, potasio, calcio, magnesio, etc. De
los cuales no esta, claramente, establecida su
influencia sobre las propiedades de este
producto.

14.  Estado:
 Medios sólidos: Su proporción de Agar es siempre
por encima del 15%.
 Medios semisólidos: Son medios intermedios
entre los medios líquidos y sólidos, su proporción
de Agar suele ser suele ser inferior al 5%, pero
siempre suele presentar cierta cantidad que le
proporcione una consistencia semisólida
 Medios líquidos o caldos: No contiene Agar y su
composición (además de agua) suele contener al
menos una fuente de carbono, sales minerales, y
a veces según las características de medio,
factores de crecimiento, vitaminas, peptonas,
aminoácidos, entre otros.

15.  Medio diferencial para la detección,
aislamiento y enumeración de bacterias
coniformes y patógenas intestinales en
aguas, productos lácteos y muestras
biológicas. Su acción diferencial esta basada
en que los microorganismos capaces de
fermentar lactosa producen una caída de pH,
junto con una absorción del colorante,
apareciendo en la colonia el color rojo, las
colonias de microorganismos que no
fermentan la lactosa permanecen incoloras

16.  Medio para fines generales que promueve el
crecimiento de la mayoría de los
microorganismos poco exigentes.

17.  Medio de propósito general para el cultivo de
una gran variedad de microorganismos
incluyendo los exigentes. Al añadirle sangre,
puede utilizarse para la determinación de las
reacciones hemolíticas. El medio esta libre
de azucares reductores, ya que estos
influirían de forma adversa en reacciones
hemolíticas.

18.  Un formato de uso comun es fijar un
anticuerpo de captura que sea especifico
para el antigeno en cuestion a las paredes
del equipo plastico para microdilucion.
 Para detectar el antigeno se utiliza un
segundo anticuerpo para el marcado con la
enzima. Que permite captar el antigeno
fijado por medio de una reaccion
colorimetrica.

20.  Estas pruebas se basan en la capacidad de algunos
patógenos (p.ej. el virus de la influenza) para causar
la aglutinación de los eritrocitos. Pueden utilizarse
para detectar el patógeno (pruebas de
hemaglutinación) o los anticuerpos dirigidos contra
las hemaglutininas del microorganismo (inhibición de
la hemaglutinación). Suelen ser pruebas específicas
de serotipo o subtipo y bastante sensibles.

21.  Las pruebas inmunoenzimáticas se basan en
una reacción antígeno anticuerpo que tiene
lugar sobre un soporte sólido (normalmente
una microplaca de plástico) a la que se ha
adsorbido un antígeno o un anticuerpo. La
prueba puede desarrollarse en diferentes
modalidades pero en todas ellas la reacción
final se revela mediante un enzima que
modifica un substrato que adquiere color. Se
trata de pruebas muy sensibles y específicas

22.  Se mezclan la muestra clínica que alberga al
antígeno con el reactivo que contiene a los
anticuerpos específicos. Al entrar en contacto
los anticuerpos mediante los dos puntos de
unión con el antígeno establecen entramados
de muchas moléculas de antígeno y de
anticuerpos.
 Esta aglutinación de partículas antigénicas
forma grumos.
 Estas técnicas son extraordinariamente
rápidas, ofreciendo resultados en 2-10
minutos, pero en general adolecen de buena
sensiblidad.

24.  El pus de los abscesos cerrados no
drenados,de tejidos blandos, a menudo
contienen solo un microorganismo como
agente infectante, muy a menud oestan
prsente estafilococos, estreptococs o bacilos
entericos gramnegativos.
 En abscesos abdominales y los que sueguen
en la superficie mucosas y en heridas
abiertas ,a menudo se identifican
microorganismos multiples.

26.  •Desinfecte el tapón de caucho del frasco de hemocultivos con alcohol
etílico al 70%. No utilice solución de yodo para limpiar el caucho.
 •Desinfecte el sitio de la venopunción con alcohol etílico al 70 en círculos
concéntricos hacia fuera del sitio elegido. Espere que seque y realice la
punción sin palpar de nuevo.
 •Coleccione la muestra de sangre a razón de 1-5 ml para niños y 5-10 ml
para adultos en cada frasco. El volumen de sangre a cultivar es el factor
más importante en la recuperación del microorganismo.

27.  •Cada frasco debe ser servido con una punción
diferente a diferentes horas, a menos que utilice a
la vez frascos para organismos aeróbicos y
anaeróbicos. No llenar todos los frascos con sangre
provenientes de una sola punción.
 •No tomar sangre del catéter, a menos que se esté
realizando un estudio epidemiológico.

28.  El cultivo de sangre constituye la tecnica mas
importante para detectar infecciones
sistemicas bacterianas.
 La contaminacion de la muestra por flora
cutanea normal, muy a menudo depende de
errores en la tecnica de obtencion de la
muestra

29.  Factores para que el cultivo de sangre genere
resultados positivos.
 El volumen de sangre cultivada.- 5 ml
 La dilucion de la sangre.- un medio liquido
de cultivo 1:300 1:150
 Medios de cultivos para anaerobios y aerobios
 Duracion de la incubacion – 5-7 dias.

30.  La proliferacion del mismo microorganismo
en cultivos repetidos d material obtenido en
fechas diferentes de sitios anatomicos
separados.
 La proliferacion de cultivos diferentes en
recipietes distintos de cultivo sugiere
contaminacion
 Proliferacion de la flora bacteriana
normal(estreptococo coagulasa negativo)
sugiere contaminacion.

31.  EL ESTUDIO BACTERIOLOGICO DE LA ORINA se
practica cuando los signod o sintomas clinicos
orientan hacia una infeccion de vias urinarias
insifusiencia renal o hipertension .
 La orina secretada por el riños, es esteril , la
orina vesical no contaminada es esteril, pero la
uretra tiene flora normal, que al expulsar la
orina en forma normal contiene un numero
pequeño de bacterias.

32.  •Se recomienda recoger la primera orina de la mañana al
despertar.
 •Lave con abundante agua. Secar.
 •Dejar escapar la primera porción de orina y a continuación
recoger la muestra directamente en un envase estéril.
 •Enviar inmediatamente al laboratorio.
 •No utilizar orina de receptáculos.
 •NO utilizar orina de pool de 24 horas .
 •No solicitar cultivo por anaerobios.
 •El frotis directo por Gram de orina de mujeres recolectadas
por vaciado directo, no es del todo confiable, ya puede
estar contaminado por microorganismos de la flora normal
vaginal

33.  •Limpie la porción del capilar donde se va a tomar la
muestra de orina con alcohol etílico al 70 %.
 •Inserte la aguja dentro del capilar y colecte la orina
dentro de la jeringuilla.
 •Transfiera la orina a un envase estéril.
 •Enviar inmediatamente al laboratorio. En caso contrario
refrigerar la orina.
 •La colección de la orina por cateterización uretral tiene
algún riesgo de forzar hacia la vejiga, parte de la flora
normal uretral durante la inserción del catéter.
 •No recoja orina de la bolsa del catéter.
 •No desconecte el catéter de su bolsa durante la colección
de la muestra.

34.  •Descontamine y anestesie el área de la punción.
 •Introduzca la aguja calibre 22 dentro de la vejiga entre el pubis
y el ombligo.
 •Aspire alrededor de 20 ml de la vejiga y transfiera la orina
asépticamente a un envase estéril o tape la aguja y envíe la
jeringuilla.
 •Enviar inmediatamente al laboratorio, o refrigerar.
 •Esta técnica evita la contaminación de la orina por
microorganismos de la uretra o perianales.
 •Es útil cuando se sospecha infección por anaerobios, en
pacientes pediátricos si hay problema en la colección de la orina,
pacientes con trauma en la médula espinal y en general en
aquellos en que el método del vaciado directo o cateterización no
ha sido posible.
 •Indique en la orden médica cuando la orina ha sido colectada
por punción suprapúbica

35.  Una gota de orina recien obtenida no centrifugada,
llevada a laminilla y cuebierta con cubreobjetos y
examinada con la intensidad restringida de luz con
el objetivo seco de alta amplificacion, puede
indicar la presencia de leucocitos, celulas
epiteliales y bacterias.
 la presencia dde bacilos gramnegativos en una
muestra de orina no centrifugada de itad de
chorroen una extension teñida por metodo de
Gram, conlleva diagnostico de infeccion de vias
urinarias

36.  El metodo corriente es inocular 0.001 a 0.05
ml de orina sin diluir en cajas de agar sangre
y otros medios solidos, para el cultivo
cuantitativo, se incuban durante la noche a
37ºC despues se comparan el numero de
microorganismos que proliferaron con
fotografias don diferentes ejemplos del
mismo parametro en el caso de bacterias
similares y así se obtiene datos
semicuantitativos.

37.  •Desinfecte con tintura de yodo al 2%.
 •Inserte una aguja con estilete en el interespacio
L3-L4, L4-L5 ( niños ) ó L5-S1.
 •Coleccione de 1 – 2 ml de LCR en 3 tubos estériles
previamente rotulados.

38.  •Si no logra obtener suficiente líquido, envíe lo
colectado al laboratorio de microbiología
primero.
 •Envíe inmediatamente al laboratorio.
 Nunca refrigere el líquido cefalorraquídeo.
 •En la requisición con los datos del paciente
indique la edad y si ha habido antibioterapia
previa.

39.  Se realiza extensiones del sedimento
delliquido cefaloraquideo centrifugado. La
extension se tiñe con el metodo Gram
 Se observa con el objetivo de inmersion en
aceite, se pueden identificar diplococs
gramnegativos intracelualres, siplococos
gram negativo intracelulares y
extracelulares.

40.  En el Agar sangre y Agar chocolate proliferan
casi todas las bacterias y hongos causantes
de meninguitis.

41.  •Inserte un hisopo humedecido con solución salina
estéril +/- 2cm dentro de la fosa nasal.
 •Rote el hisopo contra la mucosa nasal.
 •Envíe al laboratorio
 •El cultivo de la fosa nasal anterior, solo está reservado
para la detección de portadores de Stafilococcus
aureus y/o Estreptococos betahemolíticos o en caso de
lesión.
 •No refrigere la muestra.
 •El cultivo nasal no predice el agente etiológico de
infecciones en oído medio o el tracto respiratorio
inferior.

42.  •Lentamente inserte un hisopo de alginato de calcio
dentro de la Nasofarínge posterior, vía las fosas
nasales. Puede usar un especulo.
 •Rote lentamente el hisopo para absorber secreción.
 •Inocule en medios de agar sangre y agar chocolate
en el sitio o envíe al laboratorio.
 •La muestra nasofaríngea es muy útil para detectar
portadores de Meningococos o en caso de sospecha
de tos ferina.
 •El cultivo rutinario de la Nasofarínge no es
recomendado.

43.  •La muestra sea tomada en la mañana al levantarse,
bajo supervisión de la enfermera o el médico.
 •Haga que el paciente se enjuague la boca con agua
antes de expectorar, para remover la flora superficial
oral. Si el paciente tiene dentadura postiza, se la debe
quitar.
 •Instruya al paciente para que tosa con fuerza y
profundo, tal que obtenga un esputo que provenga del
tracto respiratorio inferior.
 •Depositarlo directamente en un envase estéril.

44.  •Haga que el paciente se enjuague la boca con
agua.
 •Con ayuda de un nebulizador, haga que el
paciente inhale 25 ml de solución salina estéril
al 3-10%.
 •Colecte el esputo inducido en un envase
estéril.

45.  •Colecte el espécimen a través de una
traqueotomía o tubo endotraqueal.
 •Con cuidado pase el catéter de polyetileno a
través del sitio dentro de la tráquea.
 •Aspire el material de la tráquea utilizando una
jeringuilla o un succionador intermitente.
 •Remueva el catéter y descarte la jeringuilla.
 •Envíe al laboratorio.
 •No refrigere la muestra.

46.  Las extensiones de secreciones purulentas o
granulos de esputo teñidas por los metodos
de Gram o para acidoresistentes.

47.  Los medios de cultivo mas utilizados para
esputo son los adecuados para la
proliferacion de bacterias y micobacterias y
otros microorganismos.
 Tales como Agar sangre, agar chocolate, agar
macConkey.

48.  •Coloque la muestra dentro de un envase limpio, con
cierre hermético y no necesariamente estéril.
 •No cultive si la muestra es dura o bien formada.
 •No se recomienda el uso de Culturette, salvo para
infantes y pacientes con diarrea activa. Si lo utiliza,
recolecte mas de 2 g de muestra.
 •Para estudios por Rotavirus y Cl. difficile, envíe solo
muestra diarreica, y no utilice hisopo.

49.  Las muestras se suspenden en caldo y se
cultivan enmedios corrientes y en los
diferenciales(como Agarres de MacConkey o
chocolate)qu permiten la separacion de
bacilos gramnegativos que no fermentan la
lactosa respecto de otras bacterias entericas.
 En caso de sospechar de salmonelosis se
debera colocar en un medio enrriquecido
durantes 18 hrs.antes de inocularlo en
medios diferenciales(agar shiguella-
salmonella)

50.  •Visualice el cerviz utilizando un especulo sin lubricante.
 •Remueva la mucosa y secreción del canal con un hisopo y
descártelo.
 •Con un nuevo hisopo estéril de alginato de calcio, dacrón o
algodón no tóxico, obtenga muestra del canal endocervical.
 •Preferiblemente inocule la muestra en un plato de Thayer-
Martin y el resto envíelo al laboratorio.
 •Con otro hisopo coleccione muestra para colocarla en una placa
para frotis.
 •Un cultivo anal puede ser colectado para acompañar la muestra
cervical cuando se sospecha N.gonorrhoeae, ya que el recto
podría ser el único sitio positivo post-tratamiento.
 •No refrigere la muestra. Envíe pronto al laboratorio de
microbiología.


52.  •El cultivo rutinario de secreción vaginal no es
apropiado debido a la presencia de alto número de
microorganismos saprófitos en el área que hacen difícil
la interpretación del cultivo.
 •Descarte el exceso de secreciones externas
 •Obtenga la secreción de la mucosa vaginal
 con un palillo estéril no tóxico o con una pipeta.
 •Con otro palillo obtenga muestra y colóquela
 en una placa para frotis directo.
 Esta placa puede servir también para confirmar
 vaginitis bacteriana.

55. •Limpiar y desbridar la superficie
de la quemadura antes de
proceder a coleccionar la muestra.
 •Una pequeña cantidad de tejido
puede ser apropiada para el
cultivo.
 •Si hay supuración utilice un
hisopo.
 •Solicite cultivo aerobio
solamente.

56.  •Limpie la piel alrededor del catéter con alcohol etílico
al 70%.
 •Asépticamente remueva el catéter y corte 5 cm de la
punta distal y colóquela en un tubo o envase estéril sin
medio de cultivo.
 •Transporte inmediatamente al laboratorio para
prevenir la desecación.
 •Catéteres i.v aceptables para cultivos
semicuantitativos son:
 Central, periférico, arterial, umbilical.

57.  •Limpie la superficie con solución salina estéril.
 •Tome una muestra de biopsia de tejido o un
aspirado con jeringuilla de la lesión.
 •Un hisopo no es la mejor escogencia para
colectar la muestra, sin embargo, cuando no es
posible de otra forma, presione vigorosamente el
palillo en la base de la lesión para tomar la
muestra.

58.  •La timpanocentesis está reservada para casos
complicados, recurrentes, que no responden a
la antibioterapia y otitis media crónica.
 •El espécimen de escogencia es un aspirado del
tímpano, ya que éste fluido representa el
proceso infeccioso, no así la flora del canal
externo del oído.
 •El hisopo no es recomendado. Solo en caso de
rompimiento de tímpano, se puede usar el
hisopo para recoger el líquido.Se debe limpiar
previamente con un antiséptico el canal del oído
externo.
 •Indique en la orden médica si se trata de
secreción de oído interno, o externo o líquido
de timpanocentesis.

59.  •Tome muestra de cada ojo con diferentes hisopos
previamente humedecidos con solución salina
estéril, rotando el algodón por la superficie de la
conjuntiva.
 •Indique en la muestra ,los medios y la orden
médica, si es ojo derecho o izquierdo. Sea más
específico al describirla: Secreción conjuntival,
secreción corneal, secreción acuosa o vítrea
 •Inocule directamente en medios de cultivo
 •Utilice otro hisopo para colectar muestra para frotis
, el cual debe ser inmediatamente colocado en la
placa.

60.  Liquido abdominal, ascitico, bilis, sinovial, peritoneal,
pericardico, pleural, paracentesis y toracico :
 •Desinfecte el área con tintura de yodo al 2%.
 •Obtenga la muestra vía aspiración con aguja
percutanea o cirugía.
 •Transporte inmediatamente al laboratorio.
 •Puede enviar la muestra para cultivo inoculándola en
una botella para hemocultivos.
 •Siempre envíe una apropiada cantidad de líquido,
dependiendo de las pruebas que requiera.
 •Nunca envíe la muestra en hisopo.


61.  Recepción de la muestra: determinar si la muestra
cumple o no los requisitos de calidad necesarios para
ser procesada.
 Estos requisitos incluyen: la correcta identificación de
la muestra, la valoración sobre si existe una cantidad
adecuada para el estudio solicitado y la comprobación
de las condiciones adecuadas de transporte y
conservación. Cada laboratorio debe elaborar y
distribuir los criterios de aceptación y rechazo de las
muestras.

62.  Transporte dentro de la institución: Los recipientes que las
contienen deben ser herméticos y a prueba de fugas de
líquido.
 Pueden ser de plástico o de vidrio debidamente
identificados, y sin restos de material biológico en la
superficie externa del envase.
 Toda indicación con el nombre, número de historia clínica,
tipo de análisis y/o breve descripción del cuadro clínico, no
se debe envolver alrededor del tubo, sino que se coloca por
separado preferentemente en bolsas plásticas.
 Si el recipiente es un tubo, debe tener cierre hermético con
tapa a rosca y se debe colocar en gradillas de manera que
conserven su posición vertical.

63.  Transporte de una institución a otra:
 El sistema de transporte utilizado es el de triple envase, que
consiste en:
 a) Recipiente primario: es un envase resistente al agua, con
cierre hermético para evitar cualquier derrame o fuga, que
contiene la muestra. Envuelto en material absorbente. Es
fundamental que el exterior no esté contaminado con
materiales biológicos.
 b) Recipiente secundario: es un envase resistente,
impermeable, que contiene y protege al recipiente
primario. Este embalaje resistente a roturas o perforaciones
que dejen escapar el contenido al envoltorio externo.
 c) Envoltorio externo: el recipiente secundario se coloca en
un envoltorio externo que lo protege a él y a su contenido
de influencias externas como daño físico y agua mientras
está en tránsito.

64.  En los casos en que el transporte pudieran demorar
 Condiciones de temperatura para algunos tipos de
muestras:
 •Mantenimiento a 4 °c :
 Tejido de autopsia, lavado bronquial, catéter i.v , biopsia
de pulmón ,líquido pericardico, esputo, orina.,
Quemaduras, oído externo.
 •Mantenimiento a temperatura ambiente :
 LCR, Líquido sinovial,, abdominal y amniótico, bilis, cul-
de-sac,aspirado de pulmón, lesión, placenta, nasal,
aspirado transtraqueal, orina suprapúbica, raspado
corneal, sangre, humor vítreo, médula ósea, cérvix,
conjuntiva, genitales, heces, nasofaríngeo, tracto
respiratorio superior., heridas, cultivos por anaerobios,
ocular, genital, oído interno.

65. Consiste en la preparación de las muestras, la
realización de tinciones, y la inoculación en los
medios de cultivo para su posterior incubación.
En este proceso es preciso considerar:
 a) el tipo de muestra enviada
 b) el diagnóstico clínico del paciente
 c) la petición solicitada.
 El tipo de muestra enviada determina si requiere
o no pretratamiento (centrifugación,
homogeneización) previo a la inoculación de los
medios de cultivo.

66.  Con el asa ya esterilizada, se toma una gota de
líquido o de una emulsión del producto
patológico y se deposita en un costado del agar
de una placa Petri, se estría a partir de ese
punto pasando suavemente el asa en zig-zag
por la superficie del agar sin rasparlo, rotar la
placa en 1/3 y repetir el procedimiento 2 a 3
veces.

68.  El cuello del tubo debe ser flameado antes y
después de ser sembrado. Con el asa previamente
esterilizada a la llama, se toma una pequeña
cantidad de la muestra y se lleva al fondo del
tubo, luego se estría suavemente la superficie del
medio en forma ondulante. Antes de introducir el
tubo a la estufa de cultivo, debe dejarse suelto el
tapón de goma para evitar que los gases expulsen
el tapón.

69.  El inóculo es introducido con el asa recta hasta
el fondo del medio con un solo movimiento y
teniendo cuidado en hacer el mismo trayecto de
entrada que de salida. Debe flamearse la boca
del tubo antes y después de la siembra. Antes de
introducir el tubo a la estufa de cultivo debe
soltarse el tapón de goma para evitar que los
gases expulsen el tapón.

70.  El inóculo es introducido con el asa recta hasta el
fondo del medio con un solo movimiento y
teniendo cuidado en hacer el mismo trayecto de
entrada que de salida, se retira hacia la superficie
inclinada del agar haciendo suavemente una estría
ondulada. Debe flamearse la boca del tubo antes y
después de la siembra. Antes de introducir el tubo
a la estufa de cultivo debe soltarse el tapón de
goma para evitar que los gases expulsen el tapón

71.  Al inocular un medio líquido como es el tioglocolato, el
tubo se inclina y el material se extrae del asa por
frotamiento contra la pared del tubo, cuando éste se
endereza el material se encuentra bajo la superficie
del medio.
 Al inocular el medio líquido con tórula o con inóculo
líquido se deposita este en el fondo del tubo. Debe
flamearse la boca del tubo antes y después de
efectuada la siembra. Antes de introducir el tubo ala
estufa de cultivo debe soltarse el tapón de goma para
evitar que los gases expulsen el tapón.

72.  Según la manipulación que efectuemos sobre la
muestra a observar y según los colorantes que
empleemos durante el proceso, podemos hablar
de diferentes modalidades de tinción.

73.  Es el montaje directo húmedo o examen en fresco: las
muestras se extienden directamente sobre la
superficie de un portaobjetos para su observación. Se
puede diluirse con igual volumen de solución salina
fisiológica estéril. Se deposita suavemente un
cubreobjetos sobre la superficie del material.
 Este tipo de preparación se emplea para detectar
trofozoítos móviles de parásitos intestinales como
Giardia, Entamoeba, huevos y quistes de otros
parásitos, larvas y gusanos adultos, Trichomonas, hifas
de hongos, etc
 CANDIDA SP EN UN EX. AL FRESCO

74.  Se utiliza un solo colorante, por lo que todas la
estructuras celulares se tiñen con la misma tonalidad
(Tinta china, Azul Metileno de Loeffler, Azul de
lactofenol).
 El Hidróxido de potasio al 10% (solución de KOH)
digiere parcialmente los componentes proteicos(de la
célula huésped)pero no actúa sobre los polisacáridos
de las paredes celulares de los hongos.La tinta china
permite observar células levaduriformes capsuladas
(Cryptococcus), sobre todo en LCR.

75.  Se utilizan varios colorantes combinados. Las
estructuras celulares se diferencian en función
de los diferentes colorantes que fijan de
acuerdo con su propia constitución química.
 Los ejemplos clásicos sería la tinción de GRAM o
la de Ziehl-Neelsen

76. 