Canaza ticona adolfo

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UNIVERSIDAD NACIONAL DEL ALTIPLANO - PUNO
FACULTAD DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTEECNIA
ESCUELA PROFESIONAL DE MEDICINA VETRINARIA Y ZOOTECNIA
“Evaluación de la Fertilidad y Natalidad en Borregas de Raza Assaf
Sincronizadas e Inseminadas a Inicios de Época Reproductiva”
PRESENTADO POR:
Bach. Adolfo CANAZA TICONA
PARA OPTAR EL TÍTULO PROFESIONAL DE:
MÉDICO VETERINARIO Y ZOOTECNISTA
PUNO – PERÚ
2017

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UNIVERSIDAD NACIONAL DEL ALTI PLANO • PUNO
FACULTAD DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA
ESCUELA PROFESIONAL DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA
TESIS
"Evaluación de la Fertilidad y Natalidad en Borregas de Raza Assaf
Sincronizadas e Inseminadas a Inicios de Época Reproductiva"
PRESENTADO POR:
Bach. Adolfo CANAZA TICONA
PARA OPTAR EL TÍTULO PROFESIONAL DE:
MÉDICO VETERINARIO Y ZOOTECNISTA
APROBADA POR:
PRESIDENTE
PRIMER MIEMBRO
SEGUNDO MIEMBRO
DIRECTOR
Delgado
ASESOR
ASESOR
Área : Reproducción animal
Tema : Fertilidad en borregas

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DEDICATORIA
A Dios y a mis padres, Eusebio L. Canaza M. y Nicolaza Ticona Z. Que
siempre estuvieron espiritual e incondicionalmente; otorgándome la mejor
herencia de mi existencia que es mi educación para luego continuar
superándome exitosamente, y a una persona especial que siempre está ahí
cuando más lo necesito, el ser que me inspira a luchar en la vida para cada
día ser mejor y así poder brindar algo a esta sociedad. “MIRIAN y DYLAN”.
Que mi familia y la persona especial que lleva dentro de su corazón cada
uno, que supieron valorar, respetar y apoyar mis metas. TENEMOS UN
DESTINO AL ser hijos y padres; evitar la vergüenza de los padres y ser
ejemplo de los hijos.

4
AGRADECIMIENTOS
Siendo la vida un constante caminar y que día a día estamos en la obligación de
ser cada día mejores, en esta ocasión doy un paso más al culminar el desarrollo
de la presente investigación, la misma que fue posible gracias al apoyo de
todo los miembros del jurado, a todo los personajes que conforman MUNDO
ANIMAL, y a quienes intervinieron de una forma con sus ideas y sugerencias
para el avance de este trabajo, a todos ellos mis sinceros agradecimientos de
corazón.
A la facultad de medicina veterinaria y zootecnia de la universidad nacional del
altiplano y de manera especial a sus docentes por haberme impartido sus
conocimientos que contribuyeron a mi formación profesión.
A la granja Don Bosco quien me facilito sus animales, sus instalaciones y su
personal para hacer posible la ejecución de esta tesis hasta su culminación, en
especial al Ing. José A. Orellana Roji.
Al Dr. Rolando G. Alencastre Delgado Director de tesis, por su asesoramiento y
valiosas recomendaciones, para que la investigación que ha sido materia de
tesis, se convierta en realidad.
Al Dr. Uri H. Pérez Guerra, DR. Rolando Rojas Espinoza Ing. Alfredo Duran
Zúñiga por su apoyo y por sus consejos sabias, que me impulsan a seguir
superándome.
A mis familiares, Feliciano, Rubén, Norma, Irma y Nely, Que me ayudaron y me
dieron aliento para la sustentación de la tesis. De una o alguna manera,
A mis amigos Isais Q, David, José O, Guido S, y compañeros de la universidad,
que con ellos compartí ideas ya sean buenas lo cual me alentaron para realizar
este trabajo.

5
ÍNDICE GENERAL
ÍNDICE DE FIGURAS...................................................................................................... 7
ÍNDICE DE TABLAS ........................................................................................................ 8
RESUMEN ........................................................................................................................ 9
ABSTRACT .................................................................................................................... 10
I. INTRODUCCIÓN..................................................................................................... 11
II. REVISIÓN DE LITERATURA................................................................................. 13
2.1. IMPORTANCIA DE LA REPRODUCCIÓN ANIMAL .............................................13
2.2. CICLO REPRODUCTIVO ANUAL DE LA OVEJA ...............................................13
2.2.1. Características del ciclo estrual en ovinos ........................................... 14
2.2.2. Factores que afectan la estación reproductiva en borregas ................ 16
2.2.3. Mecanismo de influencia del fotoperiodo ............................................. 17
2.3. REGULACIÓN HORMONAL EN LA ÉPOCA DE ANESTRO EN OVINOS ..........19
2.4. CONTROL ARTIFICIAL DEL CICLO ESTRAL EN OVINOS.................................21
2.5. MÉTODOS FARMACOLÓGICOS DE SINCRONIZACIÓN DEL ESTRO EN
ÉPOCA NO REPRODUCTIVA EN OVINOS................................................................22
2.5.1. Sincronización con progestágenos....................................................... 23
2.5.2. Gonadotropina coriónica equina (eCG o PMSG) ............................... 23
2.6. MECANISMOS DE CONTROL HORMONAL DE LOS PROGESTÁGENOS .......24
2.7. PROTOCOLOS DE SINCRONIZACIÓN CON PROGESTÁGENOS ....................26
2.7.1. Dosis de eCG, presentación de celo y fertilidad obtenida con
progestágenos................................................................................................. 26
2.8. INSEMINACIÓN CON SEMEN FRESCO.............................................................28
2.8.1. DOSIS DE SEMEN FRESCO ............................................................... 30
2.8.2. CONCENTRACIÓN DE ESPERMATOZOIDES EN SEMEN FRESCO
......................................................................................................................... 31
2.8.3. DILUTORES Y DILUCIONES DE SEMEN FRESCO........................... 32
2.8.4. FERTILIDAD OBTENIDA CON SEMEN FRESCO .............................. 33
2.9. MÉTODOS DE INSEMINACIÓN ARTIFICIAL ......................................................33
2.10. DIAGNOSTICO DE GESTACIÓN.......................................................................35
2.10.1. ECOGRAFÍA ....................................................................................... 35
III. MATERIAL Y MÉTODOS............................................................................................ 36
3.1.- LUGAR DE ESTUDIO.........................................................................................36
3.2 MATERIAL EXPERIMENTAL................................................................................36
3.2.1. Animales............................................................................................... 36

6
3.2.2. Instalaciones ......................................................................................... 36
3.2.3Hormonas utilizadas para la sincronización de estro ............................. 37
3.3. TRATAMIENTOS .................................................................................................37
3.3.1 Protocolo de Sincronización .................................................................. 38
3.3.2. Detección de celo en las borregas sincronizadas ................................ 40
3.3.3. Inseminación artificial cervical ............................................................. 41
3.3.4. DIAGNÓSTICO de gestación a través de ecografía transrectal .......... 43
3.3.5. Determinación de parámetros de fertilidad........................................... 44
3.4. Método estadístico ...............................................................................................45
IV. RESULTADOS Y DISCUSIÓN.................................................................................. 46
4.1.FRECUENCIA DE PRESENTACION DE CELO EN BORREGAS ASSAF ............46
4.2.TASA DE FERTILIDAD EN BORREGAS ASSAF..................................................49
4.3.TASA DE NATALIDAD Y PARICIÓN EN BORREGAS ASSAF .............................52
4.4.TASA DE PROLIFICIDAD ....................................................................................54
V. CONCLUSIONES ............................................................................................................ 56
VI. RECOMENDACIONES ............................................................................................... 57
VII. REFERENCIAS............................................................................................................ 58
ANEXO ...................................................................................................................................... 69

7
ÍNDICE DE FIGURAS
Figura 1 Protocolo de sincronización de celo (MAP 14 días + eCG en UI) .......................38
Figura 2 Frecuencia de celo en borregas Assaf ..............................................................................46
Figura 3 Tasa de fertilidad en borregas Assaf..................................................................................50
Figura 4 Tasa de Parición de borregas Assaf según dosis de eCG......................................52
Figura 5 Tasa de natalidad de borregas Assaf según dosis de eCG....................................53
Figura 6 Tasa de Prolificidad de borregas..........................................................................................54

8
ÍNDICE DE TABLAS
Tabla 1 Distribución de borregas para el estudio............................................. 37
Tabla 2 frecuencia de presentación de celo según dosis eCG ........................ 46
Tabla 3 fertilidad obtenida en borregas Assaf según dosis eCG...................... 49
Tabla 4 tasa de PARICION en borregas Assaf sincronizadas según dosis
hormonal .......................................................................................................... 52
Tabla 5 tasa de prolicifidad (crías nacidas) en borregas assaf sincronizadas
según dosis eCG.............................................................................................. 54

9
RESUMEN
El trabajo de investigación se realizó en el fundo Wajrani de la Granja Don Bosco
perteneciente a la Prelatura de Ayaviri. Ubicado en el distrito Umachiri, Provincia
de Melgar, Región Puno. La metodología empleada fue de tipo experimental,
utilizando para ello 49 ovejas Assaf con el objetivo de evaluar la frecuencia de
celo, Fertilidad, Natalidad y Prolificidad en Borregas Assaf sincronizadas e
inseminadas a inicios de Época Reproductiva para comparar dos dosis de eCG
mediante la inseminación cervical con semen fresco con un protocolo de
sincronización de celo, para evaluar el porcentaje de celo, fertilidad, natalidad y
prolificidad. Se usaron esponjas intravaginales con 60 mg de MAP (acetato de
medroxiprogesterona), colocadas por 14 días posteriormente al retiro de las
esponjas se agruparon en dos grupos de 24 y 25 borregas cada uno en dosis de
250 UI y 350 UI de eCG, se realizó la inseminación cervical con semen fresco,
realizándose a las 50 h posteriores a la extracción de las esponjas, los datos
fueron analizados mediante la prueba de Ji cuadrada. El porcentaje de
frecuencia de celo fueron de 95.83% para el 250 UI y 100% para el de 350 UI,
mientras la fertilidad fue de 60.9 y 60.0 %; La natalidad de las borregas que
recibieron dosis de 250 UI fue de 73.91% con una tasas de parición de 56.52 %,
respectivamente; similar respuesta fue cuando las borregas que fueron aplicados
dosis de 350 UI mostraron 72.00 % de natalidad y una tasa de parición de 56.00
%. La tasa de borregas Assaf prolíficas por efecto de dosis de eCG, fue de
130.77 y 128.57 % para el primer y segundo grupo respectivamente (P≥0.05).
Concluyéndose que el uso de dosis diferentes de eCG en borregas Assaf no
muestra diferencias estadísticas en ninguna de las variables de estudio.
Palabras clave: eCG, fertilidad, celo, ovinos, natalidad

10
ABSTRACT
The research work was carried out in the Wajrani farm of the Don Bosco Farm
belonging to the Prelature of Ayaviri. Located in the Umachiri district, Province of
Melgar, Puno Region. The methodology used was experimental, using 49 Assaf
sheep for the purpose of evaluating the heat frequency, Fertility, Birth and
Prolificity in synchronized Borregas Assaf and inseminated at the beginning of
the Reproductive Period to compare two doses of eCG by cervical insemination.
With fresh semen with a heat synchronization protocol, to evaluate the
percentage of estrus, fertility, natality and prolificacy. Intravaginal sponges were
used with 60 mg of MAP (medroxyprogesterone acetate), placed for 14 days after
the removal of the sponges were grouped into two groups of 24 and 25 ewes
each in doses of 250 IU and 350 IU of eCG, was performed Cervical insemination
with fresh semen, performed 50 h after the extraction of the sponges, the data
were analyzed by the Chi-square test. The percentage of heat frequency was
95.83% for the 250 IU and 100% for the 350 IU, while the fertility was 60.9 and
60.0%; The birth rate of the ewes that received doses of 250 IU was 73.91% with
a calving rate of 56.52%, respectively; A similar response was when the sheep
that were given doses of 350 IU showed 72.00% birth rate and a calving rate of
56.00%. The rate of prolific Assaf ewes due to the eCG dose effect was 130.77
and 128.57% for the first and second group respectively (P≥0.05). It was
concluded that the use of different doses of eCG in Assaf sheep does not show
statistical differences in any of the study variability.
Key Words: eCG, fertility, zeal, sheep, birth

11
I. INTRODUCCIÓN
La crianza de ovinos a lo largo del territorio nacional es de importancia
en la economía de la población rural, con mayor énfasis en la zona alto andina
entre los 3000-4200 msnm, pues representa para el poblador rural andino en
algunas circunstancias un aporte de sustento socioeconómico; sin embargo
representa una crianza de subsistencia y complementaria, donde los criadores
la han realizado por tradición con poca transferencia tecnológica (Dimas, 2000).
La explotación de ovinos, necesita de la aplicación de técnicas de intensificación
del manejo reproductivo. Por otra parte la rentabilidad mejora sustancialmente al
mejorar la prolificidad de los rebaños mediante el control artificial del estro y la
selección por prolificidad (Cueto et al., 1993). La raza Assaf posee excelentes
cualidades productivas y reproductivas; entre las características productivas
destacan las siguientes: producen leche de 3.1 a 3.3 litros/día en una campaña
de 120 a 150 días de lactación; se han registrado producciones promedio de 450
litros de leche por campaña de 6 meses; y en rebaños mejorados se logran
producciones individuales de hasta 1,000 litros como mencionan (Quispe y
Mamani, 2010).
Es necesario manejar métodos de control artificial del ciclo estral; en ese
sentido, la fertilidad y la prolificidad son los parámetros reproductivos (Cárdenas,
1997; Alencastre, 1997). El control artificial del ciclo estral, se ha basado
principalmente en el conocimiento sobre los mecanismos de control hormonal
del mismo, dirigidos a mejorar la eficiencia reproductiva, paralelamente se han
desarrollado análogos de hormonas con acciones biológicas más potentes que

12
las naturales permitiendo la manipulación eficiente del celo y la ovulación para
determinar el tiempo de la inseminación artificial, sincronizado del empadre y
parición, a fin de permitir el establecimiento de programas apropiados de mejora
genética y manejo forzando la estacionalidad reproductiva de las borregas
Corriedale (Cárdenas, 1997).
El uso de la Inseminación Artificial (IA) en ovinos ha tomado cierto interés
en los últimos años debido a que esta presenta indudables ventajas de tipo
genético, zootécnico y sanitario (Herrera et al., 2001), y juega un rol muy
importante en los programas de mejoramiento genético, no solo por acelerar el
flujo de material genético superior hacia sectores de inferiores características
productivas, sino por facilitar el transporte de semen, evitando el costoso traslado
de los reproductores y disminuyendo los riesgos sanitarios. A pesar de las
reconocidas bondades de la inseminación intrauterina vía laparoscópica en
ovejas, la técnica ha tenido una aplicación bastante limitada en el Perú debido a
la falta de técnicos calificados y a la difusión inadecuada de sus ventajas preñez
(Mellisho et al., 2006). Por estas razones y la falta de trabajos referente a la raza
assaf y también la ejecución de trabajos reproductivos en inicios de la época
reproductiva en nuestro medio, teniendo presente que las razas en adaptación a
ciertos medios tiene limitaciones reproductivas el presente estudio tiene como
objetivo evaluar la presentación de celo, Fertilidad Natalidad y proificidad de
Borregas Assaf sincronizadas e inseminadas a inicios de Época Reproductiva.

13
II. REVISIÓN DE LITERATURA
2.1. IMPORTANCIA DE LA REPRODUCCIÓN ANIMAL
La biología de la reproducción animal es cada vez más importante como
disciplina científico práctica en la producción ovina, apoya al incremento
pecuario para el suministro de proteínas animales a la humanidad, ayuda
también a estabilizar la economía del criador creando circunstancias
favorables para su producción y el mejoramiento genético (Bearden y
Fuquay, 1982).
2.2. CICLO REPRODUCTIVO ANUAL DE LA OVEJA
La especie ovina expresa dos fases anuales bien definidas (Barrell et
al., 2000). Una etapa caracterizada en la hembra por ausencia de ciclos
estrales regulares, receptividad sexual y ovulación, conocida como anestro
estacional; en el macho cesa la espermatogénesis, la síntesis de
testosterona y el libido; estos eventos ocurren durante los días largos. Por
otro lado, durante los días cortos, la hembra muestra ciclos estrales
regulares, conducta de estro y ovulación; en el macho, se restablece la
espermatogénesis, la síntesis de testosterona y el deseo sexual (Malpaux
et al., 1999).
Estas variaciones fisiológicas anuales proporcionaron los
fundamentos para afirmar que esta especie muestra estacionalidad
reproductiva. Esta característica forma parte del proceso de selección
natural y es un mecanismo de adaptación desarrollado por la mayoría de

14
animales silvestres y algunos domésticos con el propósito de reducir el
impacto ambiental negativo, observado principalmente en la supervivencia
de las crías, de esta manera, los nacimientos ocurren en la época más
favorable del año, con abundancia de pastos y temperatura ambiental
confortable (Duran, 1993). Se ha demostrado que el origen de la raza
determina el comportamiento reproductivo estacional. Razas de origen
septentrional (>35º Lat. N) expresan una marcada estacionalidad
reproductiva (Nain, 2009) y los ovinos de origen mediterráneo o ecuatorial,
expresan una reducida estacionalidad reproductiva e incluso ovulan sin
interrupción a lo largo del año (Rubianes, 2000).
2.2.1. CARACTERÍSTICAS DEL CICLO ESTRUAL EN OVINOS
El ciclo estruales el tiempo que transcurre entre un estro y otro, la
duración de este ciclo determinado en chuquibambilla es de
aproximadamente 17.65 días como promedio (Alencastre, 1997) se
ha observado que las corderas presentan ciclos más cortos que las
ovejas adultas. En el ciclo estrual se reconocen dos fases una lútea
que se extiende inmediatamente después de la ovulación hasta
alrededor del día 13 del ciclo y otra folicular desde el día 14 hasta el
día de la ovulación (Goodman, 1994).
a) Fase folicular; el crecimiento folicular se encuentra bajo el control
de las gonadotropinas liberadas en la hipófisis, (FSH) y (LH). La
FSH estimula el crecimiento temprano de los folículos y la LH es
necesaria para completar las últimas fases de crecimiento.

15
Además estas permiten que el folículo secrete hormonas sexuales
femeninas como estrógenos que liberan al torrente sanguíneo
(Salomon. 1990). dentro de la fase folicular se incluye a las fases
del proestro y estro (Hafez y Hafez, 2002).
b) Fase lútea; Después de la ovocitación del folículo de graaf se
constituye un cuerpo hemorrágico por la influencia de la oleada
de la LH, las células de la granulosa proliferan y se transforman
en células luteinicas que llenan el antro del folículo. El cuerpo
lúteo secreta la hormona progesterona alcanzando un máximo de
concentración a los seis días y manteniéndose toda la gestación
si se ha concebido y si no se ha concebido a los 11 -12 días el
cuerpo lúteo disminuye de tamaño y comienza a descender los
niveles de progesterona para que al final de esta fase aparezca
una nueva onda de crecimiento folicular (Liu et al., 2007).
La fase lútea comprende el metaestro y el diestro. El estro dura de 24
a 36 horas, produciéndose la ovulación cerca del final del estro
(Hafez y Hafez, 2002).

16
2.2.2. Factores que afectan la estación reproductiva en
borregas
El ciclo reproductivo anual de la oveja es regulado por la amplitud del
fotoperiodo (Arroyo, 2006). La mayor parte de las razas ovinas
son poliéstricas estacionales como: Hampshire, Corriedale,
Romney, Rambouillet; estas se desarrollaron en climas frígidos
donde la disponibilidad de alimentos y condiciones hicieron que
las crías no sobrevivieran, lo que propicio la aparición de la
estación reproductiva otoñal y parte en la primavera (Mc Donald,
1981).
El fotoperiodo es el factor ambiental con mayor repetitividad y
variabilidad nula entre años; por lo tanto, la duración de las horas
luz sincroniza el ciclo reproductivo anual de la oveja (Arroyo,
2011). En esta especie, un complejo sistema neural a nivel
central, traduce la señal luminosa en un ritmo endógeno de
síntesis y secreción hormonal, a través de la melatonina de origen
pineal; este mecanismo permite a la especie detectar las
variaciones anuales en la duración del fotoperiodo y con ello
modificar su condición reproductiva (Malpaux et al., 2002). Siendo
el fotoperiodo (estación asociada a días cortos), donde muestran
una serie de ciclos estruales sucesivos a lo largo de la estación
reproductiva seguida luego de un anestro (Lindsay, 1991;
Rubianes, 2000).

17
El fotoperiodo en algunas especies animales como: gatas, yeguas,
ovejas y ratas. En estos animales presentan un periodo anual
durante el cual la actividad ovárica cíclica es continua y otro
periodo, en donde no hay actividad ovárica y a este último se le
denomina anestro (Arendt, 1995). La puesta al fotoperiodo es
diferente entre estas especies, las gatas y yeguas se ven
afectadas íntimamente con el aumento de horas luz, mientras que
las cabras y ovejas sufren un estímulo por la disminución del
fotoperiodo (Arroyo et al., 2006).
La nutrición en las especies domésticas, donde la reproducción es
una función de lujo, ya que antes de destinar energía para la
reproducción la destinara a su sobrevivencia (Álvarez, 1999).
Generalmente se acepta que las deficiencias o los excesos
nutricionales pueden influir sobre la actividad estrual y ovárica
(Sasa, 2002).
2.2.3. Mecanismo de influencia del fotoperiodo
El transductor principal del fotoperiodo es la glándula pineal, la cual
produce melatonina como respuesta a la oscuridad induciendo a nivel
del hipotálamo e hipófisis la liberación de FSH, LH (Sasa, 2002).La
estacionalidad reproductiva en la oveja, condujo al desarrollo de
mecanismos especializados en la detección de señales ambientales
que permiten determinar el momento óptimo para la reproducción. De
todos los factores ambientales, el fotoperiodo es el más repetible y
con variabilidad nula entre años. Por lo tanto, la duración de las horas

18
luz, sincroniza el ciclo reproductivo anual de la oveja. Los ovinos
detectan las variaciones anuales en la duración del fotoperiodo,
utilizan una compleja red neural a nivel central y transforman la señal
luminosa en una señal hormonal a través de la síntesis y secreción de
melatonina (Malpaux et al, 1999; Barrell et al., 2000).
En este mecanismo, la luz es captada por el ojo, a través de la retina,
la señal luminosa se transforma en una señal eléctrica que es
conducida de la retina al hipotálamo por medio del tracto
retinohipotalámico; en el hipotálamo, el núcleo supraquiasmático
capta la señal y posteriormente se transfiere al núcleo paraventricular;
finalmente al cerebro posterior, específicamente al ganglio cervical
superior (Arent, 1995). En este punto, la señal eléctrica se transforma
en una señal química; el ganglio cervical superior libera noradrenalina,
la cual es captada por receptores alfa y beta adrenérgicos en la
membrana celular de los pinealocitos, se induce la síntesis de la N-
acetil-transferasa, enzima fundamental en la síntesis de melatonina
(Arent, 1995); de esta manera, la hormona se sintetiza en los
pinealocitos de la glándula pineal durante las horas de oscuridad a
partir del aminoácido triptofano (Malpaux et al, 2002; Rosa et al.,
2003).

19
2.3. REGULACIÓN HORMONAL EN LA ÉPOCA DE ANESTRO EN
OVINOS
El anestro estacional en la oveja se caracteriza por la ausencia de ciclos
estrales regulares, conducta de estro y ovulación; ocurre durante los días
largos, entre los meses de Agosto y Noviembre, esto debido a la secreción
de melatonina es menor; su amplitud de la época varía de acuerdo con la
ubicación geográfica (latitud) y la raza (Lehman et al, 2002; Thiéry et al,
2002). En esta etapa fisiológica, el estradiol, cuya concentración es basal,
ejerce un efecto de retroalimentación negativa a nivel hipotalámico, actúa
específicamente en el núcleo dopaminérgico A15, donde induce la síntesis
y secreción de dopamina, la cual actúa en las neuronas productoras de
GnRH e inhibe la frecuencia de síntesis y liberación de esta hormona
(Viguié et al, 1997). El evento fisiológico anterior ocurre a pesar de que en
el núcleo A15 no se identificaron receptores para estradiol por lo tanto, el
mecanismo de acción del estradiol en este proceso no es claro (Goubillon
et al, 1999).
De manera reciente determinaron que GABA inhibe la secreción de
dopamina y se identificaron procesos neuronales GABA aferentes al núcleo
A15, provenientes del área preóptica y se demostró que durante el anestro
estacional, el estradiol suprime la liberación de GABA, este efecto
inhibitorio ocurre en el núcleo A15; específicamente, en los procesos
neurales mencionados. La supresión en la liberación de GABA, activa las
neuronas dopaminérgicas e incrementa la síntesis y secreción de

20
dopamina, la cual ejerce su efecto biológico en las neuronas GnRH y
reduce la frecuencia de pulsos de esta hormona y por lo tanto de LH
(Bogusz et al, 2008). En el anestro estacional, la menor duración en la
secreción de melatonina incrementa la sensibilidad hipotalámica al efecto
de retroalimentación negativa del estradiol (E2) (Brown et al., 2008). La
menor duración en la secreción de melatonina durante los días largos,
permite la síntesis de dopamina e induce el anestro estacional. Durante los
días cortos, la mayor duración en la síntesis y secreción de melatonina
inhibe la producción de dopamina, con el subsecuente restablecimiento de
la actividad estral y la ovulación (Malpaux et al., 1999).
La época de anestro se caracteriza por la disminución en la frecuencia de
secreción pulsátil de GnRH y LH, con 1 a 2 pulsos de ambas hormonas en
un periodo de 12h (Barrell et al., 1992). La secreción pulsátil de la (GnRH)
se correlaciona con la secreción de (LH) hipofisiaria; un pulso de GnRH
antecede a un pulso de LH (Karsch et al., 1993). Estudios posteriores
realizados en ovejas mostraron que la GnRH se libera de manera pulsátil
al líquido cerebroespinal (CSF) del tercer ventrículo. Este modo de
secreción se correlaciona con las concentraciones periféricas de LH
(Snyder et al., 1999.).
Durante la época reproductiva, la progesterona (P4) regula los ciclos
estrales de la oveja inhibiendo la secreción pulsátil de la hormona
liberadora de gonadotropinas (GnRH) a nivel del área preóptica (POA) del
hipotálamo, donde ejerce su acción de manera indirecta, posiblemente a

21
través del ácido gamaaminobutírico (GABA) y los péptidos opioides
endógenos (POEs). Durante la época de anestro estacional, el patrón de
secreción de melatonina favorece el aumento en la sensibilidad del
hipotálamo a la concentración basal de E2; este esteroide inhibe la
secreción pulsátil de GnRH, actuando específicamente en el núcleo A15
dopaminérgico del área retroquiasmática lateral hipotalámica. En este
mecanismo, el sistema dopaminérgico participa como intermediario entre
el E2 y las neuronas GnRH (Arroyo et al., 2006).
2.4. CONTROL ARTIFICIAL DEL CICLO ESTRAL EN OVINOS
El desarrollo de los métodos de control artificial del ciclo estrual se ha
basado principalmente en el conocimiento sobre los mecanismos de control
hormonal del ciclo estrual dirigidos a mejorar la eficiencia reproductiva. En
ovinos, el desarrollo de estos métodos ha permitido la manipulación
eficiente del celo y la ovulación para determinar el tiempo óptimo de la
inseminación artificial, sincronizando el empadre y la parición a fin de
permitir el establecimiento de programas apropiados de mejoramiento
genético (Cárdenas, 1997).
Los tratamientos hormonales para el control del estro y de la ovulación
permiten inducir y sincronizar el estro en las hembras en anestro que
permite la aparición del estro en las borregas (Aisen, 2004). Dentro de un
programa reproductivo, el inducir estro, permite que un grupo de ovejas
manifieste estro en periodo corto de tiempo, para realizar monta natural o
inseminación artificial en el momento más adecuado, lo que permite

22
agrupar nacimientos, programar destetes y vender animales por partidas
(Alencastre, 1997). En consecuencia permitirán un mejor manejo de crías,
madres y mejorar la explotación de ovinos (Azzarini, 2001). Sincronizar el
ciclo en la hembra, tiene lugar controlando la liberación de gonadotropinas
hipofisiarias que están involucradas en el desarrollo folicular y acelerando
la luteolisis (Rubianes, 2000).
2.5. MÉTODOS FARMACOLÓGICOS DE SINCRONIZACIÓN DEL
ESTRO EN ÉPOCA NO REPRODUCTIVA EN OVINOS
Existe una amplia variedad en los métodos utilizados para sincronización
de estro, buscando hacer eficaz esta práctica. Así, se conoce el uso de las
Prostaglandinas PGF 2α, progestágenos en esponjas intravaginales
impregnadas con acetato de medroxiprogesterona (MAP) o con acetato de
fluorogestona (FGA) y dispositivo de liberación controlada interna de droga
(CIDR) que presenta la particularidad de liberar progesterona (Ortega,
2006).
Los métodos farmacológicos se clasifican de acuerdo a su acción. Un tipo
está basado en administrar progestágeno que simula la acción de un
cuerpo lúteo, suprimiendo la liberación de gonadotrofinas. Al término del
tratamiento, la hipófisis liberará concentraciones crecientes de
gonadotrofinas que estimularán el crecimiento de los folículos con la
subsecuente ovulación (Cueto et al., 1992).

23
2.5.1. Sincronización con progestágenos
Un método práctico de sincronizar, consiste en el uso de dispositivos
intravaginales de progesterona (P4), como esponjas intravaginales,
con 60 mg. de acetato de medroxiprogesterona (MAP), insertadas en
la vagina por un periodo de 12 a 14 días y al final del tratamiento
progestacional la aplicación de 300 Ul de eCG (Mellisho et al., 2006).
El celo se presenta entre las 24 y 48 horas de retirada el dispositivo
intravaginal de P4, periodo en el cual se efectúa la monta o
inseminación artificial de la hembra (Azzarini, 2001).
Las terapias a base de progesterona son un método común de
inducción de estros fértiles durante anestro y estación reproductiva
fisiológica en la borrega y tratamientos cortos (5 días) con P4
estimulan un estro fértil tan efectivamente como tratamientos de
términos largos (12 días) en borregas anovulatorias (Azzarini, 2001).
2.5.2. GONADOTROPINA CORIÓNICA EQUINA (ECG O PMSG)
Es una hormona placentaria, secretada por las copas endometriales
del endometrio uterino de yegua y es de característica glucoproteínica
constituida por las sub unidades α y β. La subunidad α es similar a las
existentes en la FSH y LH, mientras, que la subunidad β es la
responsable de la diferente actividad biológica de cada una de estas
hormonas, pero solo puede ejercer tal actividad si esta enlazada a la
subunidad α y además tiene una acción similar a la FSH, estimula la

24
folículogénesis, por esta razón, es utilizada en los tratamientos de
sincronización (Hafez, 2002).
La eCG es aislada del suero sanguíneo de yeguas preñadas y
aparece en la sangre alrededor de los 36 a 40 días de preñez y luego
su concentración aumenta rápidamente hasta los 60 a 70 días, para
hacerse no detectable entre los 150 a 170 días. La eCG es una
hormona de alto peso molecular y no es posible atravesar los
glomérulos renales, y no se le detecta en la orina, la vida media de la
eCG exógena es variable en las diferentes especies: en la yegua, 6
días; y en vacas de 118 a 123 horas (Cabodevila, 2000).
2.6. MECANISMOS DE CONTROL HORMONAL DE LOS
PROGESTÁGENOS
El modo de acción de los dispositivos intravaginales con progesterona,
consisten en la liberación de progesterona al torrente sanguíneo de los
animales en una tasa controlada, lográndose así la inhibición de la
maduración folicular por la retroalimentación negativa de esta hormona
(Azzarini, 2001), que inhibe la secreción de las gonadotropinas del
hipotálamo sobre todo la hormona liberadora de las gonadotrofinas (GnRH)
y la hormona luteinizante (LH) ejercido por intermedio de la hipófisis
anterior (Rubianes, 2000).
El uso de esponjas impregnadas con progesterona (750 mg), está
asociado a altas amplitudes de ondas de LH y más altas tasas de preñez

25
en borregas Fínncross en anestro (Vivanco, 2000). En contraste, otros
estudios en la oveja se asocian a bajas concentraciones de P4 con
desarrollo folicular anormal, folículo persistente y fertilidad reducida
(Ortega, 2006). Por otro lado la utilización de progestágenos durante el
anestro estacional es prácticamente inefectiva salvo que se le asocie con
tratamientos gonadotroficos al momento o poco antes de retirar las
esponjas (Rubianes, 2000).
La progesterona o progestágenos ejercen un efecto de retroalimentación
negativa en la secreción de gonadotrofinas, llegando éstas a niveles
basales. Sin embargo, una vez que este dispositivo se retira, los niveles de
progesterona caen provocando un incremento en la secreción de
gonadotrofinas hipofisiarias que facilitan la presentación de estro y posterior
ovulación (Vivanco, 2000).Al final de la fase lútea, se presenta una acción
disminuida de la P4 sobre el útero, esto permite que las concentraciones de
E2 se incrementen y estimulen la formación de receptores para oxitocina en
el endometrio las acciones de la oxitocina (provenientes de la hipófisis o del
cuerpo lúteo) sobre el endometrio estimularía la secreción de PGF2α
(Gordon et al., 1989), y por consiguiente al llegar al ovario actuaría sobre
el CL produciendo su regresión (Rubianes, 2000).

26
2.7. PROTOCOLOS DE SINCRONIZACIÓN CON
PROGESTÁGENOS
2.7.1. Dosis de eCG, presentación de celo y fertilidad obtenida con
progestágenos
En una comparación de 15, 30, 45 o 60 mg de MAP en ovejas
Corriedale en época no reproductiva, no se encontraron diferencias
entre las dosis. Al evaluar tres dosis de eCG (300, 450 y 600 Ul)
usadas en ovejas sincronizadas con FGA (40 mg durante 14 días)
durante la época no reproductiva; con los tres niveles de eCG se
obtuvieron tasas de fertilidad similares (81.2% a 84.3%) (Ortega,
2006). Por otro lado obtuvieron 93.48% de estros al uso de esponjas
impregnadas con 60 mg de MAP en combinación con 375 Ul de eCG
(Martínez et al., 2006). Sin embargo, se ha demostrado que
solamente la exposición a P4 por 12 días es suficiente para inducir
receptores de oxitocina en el endometrio e incrementar la secreción
de PGF2α, inducida por oxitocina (Rubianes, 2000).
Se evaluó la tasa de preñez de ovejas Black Belly criadas de forma
estabulada en la costa peruana y que fueron inseminadas
intrauterinamente vía laparoscópica con semen congelado. Los
animales fueron divididos de acuerdo a su edad e historia reproductiva
en borreguillas y ovejas. La sincronización del estro se realizó con
esponjas intravaginales (60 mg de acetato de medroxiprogesterona)
por 13 días y la aplicación de 300 UI de gonadotropina coriónica

27
equina al retiro de las esponjas. La inseminación se realizó a tiempo
fijo (62-65 h del retiro de la esponja intravaginal) usando un pellet de
semen congelado (0.4 ml con 40 x 106 espermatozoides) en el lumen
de cada cuerno uterino. El diagnóstico de preñez por ecografía
transrectal se hizo 35 días después de la inseminación artificial. No se
encontraron diferencias significativas en la tasa de preñez a los 35
días después de la inseminación laparoscópica entre las borreguillas
(71.4%) y las ovejas (64.7%) (Mellisho, 2006).
Se observó tasa de celo detectadas con machos enteros (con
pechera) post retiro de esponja intravaginal de 60%, 57% y 56% para
las ovejas Corriedale, Merino y Hampshire Down, respectivamente,
resultados por debajo a los reportados en otros estudios en ovejas
Merino: 96,7% (Moses et al., 1997) y en ovejas Black Belly: 95%
(Mellisho et al., 2006). Existenmuchos factores que pueden afectar las
respuestas de celo a la sincronización tales como raza, edad,
alimentación, intervalo parto-inseminación, manejo, estación, efecto
macho, tipo de hormona, técnica desincronización etc. Esta reducida
respuesta al celo en este experimento, podría deberse a la elevada
condicióncorporal (3,0 a 5,0) que presentaron las ovejas
sincronizadas, ya estas estaban siendo alimentadas en pasto
cultivado (Wildeus, 2000).
La duración del tratamiento debe igualar o exceder la vida media del
cuerpo lúteo, es decir entre 10 a 14 días. El método más conveniente

28
de administración de progesterona es mediante dispositivos
intravaginales, los que se mantienen durante 12 a 14 días,
manifestándose estro durante las primeras 48 horas posterior al retiro
del dispositivo (Simonetti, 2008). Los progestágenos se aplican en
diferentes periodos, seguido dela administración de estrógenos y
hormonafolículo estimulante (FSH) en forma de gonadotropina sérica
de yeguagestante (PMSG), la cual actualmente es denominada eCG
(equine chorionic gonadotrophin) que ejerce una actividad de FSH y
también de LH o bien utilizando hormona liberadora de
gonadotropinas, GnRH (Daza, 1997).
Se realizó un ensayo comparativo entre dos dosis de eCG, se registró
una mayor tasa de preñez al emplear200 UI (51%) en relación a 300
UI (37%). La disminución de la eficiencia reproductiva al utilizar una
mayor dosis de eCG podría deberse a una alteración en la maduración
final del óvulo, que determinaría una menor tasa de fertilización. La
aplicación de las distintas dosis de eCG no incidió en el número de
corderos nacidos por oveja parida (103% para 200 UI y 111% para300
UI de eCG).Sin embargo, los valores de prolificidad variaron
anualmente entre el 100y 120%, independientemente del tratamiento
hormonal (Cueto et al., 2001).
2.8. INSEMINACIÓN CON SEMEN FRESCO
La obtención del semen es el primer paso dentro de un programa de
inseminación artificial. Esta labor resulta de gran importancia, no sólo para

29
la obtención de eyaculados de óptima calidad, sino también para la
utilización adecuada de los sementales empleados en tales programas,
consiguiéndose así una vida sexual prolongada para los mismos (Gil, 2002).
El semen se debe recoger en un ambiente libre de polvo y en todo momento,
el semen debe mantenerse protegido de cambios bruscos de temperatura,
contacto con el agua, metales, radiación solar directa, e impurezas. Por lo
tanto el material que entre en contacto con el eyaculado deberá ser de vidrio
o plástico, estará esterilizado y seco, y a la misma temperatura que el semen
(Olivera et al., 2005).
La recolección del semen se realiza momentos antes de la inseminación,
debido a que la experiencia indica que la utilización del semen fresco o
recién extraído es de mayor fertilidad. Esta razón hace que en general
siempre se trabaje con el semen del día, o a lo sumo, de la tarde anterior
(Gibbons y Cueto, 2004).
La inseminación artificial con semen fresco es la técnica más
utilizada en nuestro país, debido a que esta tiene ciertas ventajas
en comparación con la inseminación artificial con semen refrigerado o
congelado. En nuestro país la inseminación artificial con semen fresco se
utiliza desde hace varios años, especialmente en centros de investigación
así como planteles y/o empresas asociativas. El semen fresco puede ser
utilizado tal como se recolecta o puede ser diluido. En general se prefiere
diluir el semen, ya que con ello se aumenta el volumen a inseminar,

30
haciéndose más fácil el manejo y la dosificación del semen (Santiani et al.,
2004).
2.8.1. DOSIS DE SEMEN FRESCO
Se ha empleado diferentes cantidades to-
tales de espermatozoides en diferentes volúmenes por dosis de
inseminación artificial, con resultados semejantes en cada uno de los
trabajos. Se estima que cantidades tota-
les de espermatozoides empleados entre 40 y 120 x 106,
resultan en tasas de concepción óptimas y/o adecuadas. Sin
embargo, debido a la gran concentración espermática del semen
de carnero, se recomienda utilizar dosis interme-
dia de alrededor de 100 x 106 (Fierro et al., 2005)
Las borregas en época de empadre se deben inseminar con dosis
de espermatozoides frescos con una concentración de por lo
menos 100 millones de espermatozoides móviles (Amoha y
Gelaye, 1990).
Se emplea diferente volumen de semen diluido con una pistola de
inseminación multidosis precalibrada donde se utiliza volúmenes de
0,15; 0,30; 0,12 y 0,25 ml/oveja, respectivamente con un número de
espermatozoides móviles de 100 millones a 300 millones. Al
inseminar con semen fresco (sin diluir), se debe inseminar con un
volumen de inseminación de 0,04 ml/ oveja y una dosis de 100

31
millones de espermatozoides totales como mínimo para obtener
buenos resultados (Cueto, M. y A. Gibbons, 2005).
2.8.2. CONCENTRACIÓN DE ESPERMATOZOIDES EN SEMEN
FRESCO
La concentración espermática normal en carneros varía entre un
rango de 3.5 x 109 a 6.0 x 109 espermatozoides /mL. Esta
concentración de espermatozoides por eyaculado depende de la
variación estacional, frecuencia de la eyaculación, edad, tamaño
testicular y diversas enfermedades ligadas a la reproducción (Hafez
y Hafez, 2002).
El volumen del eyaculado en carneros oscila entre 0,8 y 1,2 mL, con
una concentración espermática aproximada de 1,5 x
109 espermatozoides/mL. Sin embargo, existen carneros de gran
calidad que producen eyaculados de hasta 3,0 mL, donde se
observaría concentraciones espermáticas máximas de hasta 7,0 x
109 espermatozoides/mL. Esto estaría influenciado por el medio
ambiente, estación reproductiva, raza y la alimentación a los que son
sometidos estos animales (Araujo et al., 2006).
Sin embargo, solamente unos 100-140 millones atraviesan el cérvix.
Cuando se utiliza la inseminación artificial en ovejas, tanto el volumen
de inseminación como el número de espermatozoides que contiene
se deducen sustancialmente al compararlo con la inseminación

32
natural. El límite inferior, generalmente aceptado como resultante de
un buen índice de fertilización, tras la inseminación artificial cervical,
es de 100 millones de espermatozoides por dosis inseminada. De esta
forma se puede inseminar un gran número de hembras con un
eyaculado (Mejia y Hernández, 1996).
2.8.3. DILUTORES Y DILUCIONES DE SEMEN FRESCO
La dilución del semen se debe hacer tan pronto como se pueda una
vez recolectado y analizado de forma rutinaria. Tanto el semen como
el diluyente se colocan en baño de agua a 30 °C para que en el
momento de la dilución tenga la misma temperatura. El diluyente se
debe colocar en el baño antes que el semen (Bearden y Fuquay, 1982;
Salamón, 1990).
La motilidad y la concentración dictan la proporción a la que se diluye
el semen. El semen con puntuación de 5 en movimiento y concentración
puede diluirse en una proporción de hasta 4:1. La mayor parte de los
eyaculados se diluyen a una proporción de 2:1. El que tiene puntuación
de dos no debe de diluirse y solo utilizarse en estado fresco sin diluir
(Hafez y Hafez, 2002).
Para diluir es necesario que el semen y el diluyente estén a la misma
temperatura (25 a 30 ºC) y en una proporción máxima de 1:4. El
diluyente se agrega al semen y luego una vez diluido se puede utilizar
a temperatura ambiente o se lleva a temperatura de 5 ºC, pudiendo

33
mantenerse por más tiempo y ser utilizado en un lapso de 24 horas
(Fernández Abella, 2003).
2.8.4. FERTILIDAD OBTENIDA CON SEMEN FRESCO
El método más comúnmente utilizado para ovejas es la inseminación
cervical utilizando semen fresco. Cuando se practica adecuadamente,
la inseminación cervical de semen fresco o semen sin diluir da por
resultado una alta fertilidad, comparable a la obtenida en rebaños con
monta natural. Este es el método generalmente recomendado de
inseminación cuando se utiliza semen freso diluido o sin diluir (Hafez
y Hafez, 2002).
En parte, la baja fertilidad obtenida con semen refrigerado en
comparación al semen fresco, se debe a la reducción de la motilidad
progresiva de los espermatozoides en los procesos de enfriamiento.
Sin embargo, esto no es la explicación completa, puesto que aun
cuando un gran número de espermatozoides motiles son colocados
en el cérvix, la fertilidad es baja para semen refrigerado en
comparación con el semen fresco (Hermosilla, 2006).
2.9. MÉTODOS DE INSEMINACIÓN ARTIFICIAL
a) La inseminación vaginal. Es el método más simple comparación
es el método más simple y más rápido cuando se realiza semen fresco
diluido pero requiere una dosis de semen generalmente mayor que si se
utiliza alguno de los otros métodos (Salamón, 1990; Mejía y Hernández,

34
1996; Hafez y Hafez, 2002).
El tiempo de inseminación varía según el método de inseminación que
se vaya a utilizar. En general, la inseminación vaginal es utilizada para
hembras con estro natural o sincronizado (Mejía y Hernández, 1996).
b) La inseminación cervical, a la fecha es la práctica más comúnmente
utilizada. La deposición del semen se realiza dentro de los primeros
pliegues cervicales, los cuales son visibles con la ayuda de un espéculo
con fuente de luz. El método, barato y relativamente fácil, regularmente
utiliza semen fresco el cual puede o no ser refrigerado. La utilización de
semen congelado ha resultado en rangos poco aceptables de
fertilización, pudiendo ser de hasta 10-30% en ovejas (Chemineau et
al., 1991).
Un método de inseminación artificial transcervical factible para la
oveja debe incluir un método por cubrir con los desafíos anatómicos
de la cérvix sin inducir el trauma. El método es incluir oxitócica (OT) el
tratamiento indujo la dilatación cervical y disminuyó la dificultad de
pasar un catéter a través de la cérvix y en el útero. A pesar de eso ,
hay varios factores desconocidos asociados con este tratamiento.
Aunque la oxitócica no afectó la proporción de fertilización, los
efectos de manipulación cervical o efectos del tratamiento global
no se ha evaluado (Stellflug et al., 2001).

35
2.10. DIAGNOSTICO DE GESTACIÓN
Es importante en los rebaños, ya que permite localizar los casos de
infertilidad y tratar de realizar la reposición inmediata, tal diagnostico se
puede realizar por los niveles serológicos de progesterona, biopsia vaginal,
radiografía, laparotomía, exámenes de útero por endoscopia, balotaje,
ecografía, ultrasonografía (Nuncio et al., 2000).
2.10.1. ECOGRAFÍA
La aplicación de la ecografía o ultrasonografia es un método fácil,
seguro y certero para detectar la preñes de manera precoz a partir de
los 16-17 días post-inseminación y de la misma manera detectar
gestaciones múltiples sobre los 20-22 días (cuando el embrión mide
aprox. 1 Cm). La ecografía transrectal en pequeños rumiantes solo es
posible mediante un vástago o adaptador rígido por el transductor
(Bellenda, 2006).
A partir de los 26 días de gestación, momento en el cual el diagnostico
tienen una certeza muy alta (95-100%). La presencia de cotiledones
placentarios a partir de los 40 días de gestación agiliza el trabajo,
debido a una confirmación rápida de la preñez. Entre los 42 y 52 días
de gestación es posible la detección de mellizos, la presencia de los
latidos cardiacos, presencia de líquido amniótico a los 28 días,
movimientos propios del feto a más de 38 días (Manazza, 2007).

36
III. MATERIAL Y MÉTODOS
3.1.- LUGAR DE ESTUDIO
El trabajo de investigación se realizó en el fundo Wajrani de la Asociación
Granja Don Bosco perteneciente a la Prelatura de Ayaviri. Ubicado en el
distrito Umachiri, Provincia de Melgar, Departamento de Puno a 3905 m.
s. n. m. comprendido entre las coordenadas 14° 43’ 35” latitud sur, 70° 43’
50” longitud oeste, con una temperatura promedio anual de 12ºC. Y una
precipitación pluvial de 63.6 mm3, clima caracterizado por dos épocas bien
marcadas una lluviosa y otra de seca. (SENHAMI, 2014)
3.2 MATERIAL EXPERIMENTAL
3.2.1. ANIMALES
Para el estudio se utilizaron 49 borregas jóvenes de la raza Assaf con
dos dientes, seleccionadas en forma al azar del grupo de borregas
Assaf, con una condición corporal promedio de 2 a 3 (Sasa, 2002).
Los animales fueron distribuidos para cada uno de los tratamientos.
3.2.2. INSTALACIONES
En la investigación se utilizaron las siguientes instalaciones con que
cuenta el fundo waqrani:
a) Corral de aparto donde se realizó la separación y manejo de
borregas para el trabajo de investigación.

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b) Sala de inseminación waqrani en el cual se hizo la colección de
semen e inseminación cervical en borregas pertenecientes al
trabajo de investigación.
3.2.3 Hormonas utilizadas para la sincronización de estro
a) Se utilizaron esponjas que contienen 60 mg de Acetato de
Medroxiprogesterona (MAP), cada una de estas esponjas fueron
colocadas en el lumen vaginal de la borrega, permaneciendo por
14 días.
b) Gonadotropina Corionica equina (eCG), en frascos de 25 mL con
una concentración de 5000 UI por cada frasco, aplicándose por vía
intramuscular
3.3. TRATAMIENTOS
Las borregas para este trabajo de investigación fueron tomados al azar y se
consideraron animales de dos dientes según cronología dentaria
(Alencastre, 1997) distribuyéndose al azar a los tratamientos según se
muestra en la Tabla 1.
Tabla 1 Distribución de borregas para el estudio
TRATAMIENTO T1 250 UI T2 350 UI
TOTAL
BORREGAS
24 25 49

38
3.3.1 PROTOCOLO DE SINCRONIZACIÓN
La colocación de las esponjas intravaginales se realizó a todas Las
borregas el día 0, se dejó por 14 días, al término de este tiempo fueron
retiradas, momento en el que se les aplico la eCG según dosis que
corresponde a cada tratamiento; 50 horas después se inició la
inseminación Artificial en las borregas.
Figura 1 Protocolo de sincronización de celo (MAP 14 días + eCG en UI)
Fuente: Zaien et al., 1996
A. Aplicación de las esponja intravaginal
 Cada una de las borregas del experimento fueron sujetados, entre
las piernas del operador lo que nos permite la inmovilización de la
borrega para realizar la limpieza de la parte genital con papel
toallas.

39
 Para la inserción de los dispositivos se utilizó un especulo del
equipo de inseminación artificial el cual fue desinfectado en cada
uso.
 El especulo fue lubricado con aceite mineral el cual nos permite que
no existiera lesión alguna en el ingreso hacia el lumen vaginal.
 Las esponjas fueron comprimidas en el extremo del especulo para
luego ser introducido y depositados al fondo del lumen vagina.
 Se retiró el especulo y se dejó el extremo libre del hilo de la esponja
fuera de los labios vulvares.
B. Retiro de esponja
 Pasado 14 días, los dispositivos intravaginales fueron retirados;
para ello las borregas fueron sujetadas con mucho cuidado.
 Se ubicó el extremo libre del hilo del dispositivo intravaginal en los
labios vulvares, para luego tirar en forma suave el hilo hacia atrás,
manteniendo una leve inclinación hacia abajo.
 En las borregas que no presentaron el hilo visible a nivel de los
labios vulvares, se verifico por medio de un vaginoscopio, una vez
visualizado el extremo del hilo; este fue extraído con la ayuda de
una pinza.
C. Aplicación de eCG post retiro del dispositivo
 La administración de eCG se realizó por inyección intramuscular
en la región de la nalga de la borrega, teniendo en cuenta todos
los principios de asepsia y antisepsia, de acuerdo a la siguiente
metodología:

40
 En una caja térmica a una temperatura interna entre 0°C y 5°C se
transportó el diluyente como el frasco con el principio activo.
 Antes de la aplicación mezcló, extrayendo el diluyente con una
jeringa estéril e introduciéndolo dentro del frasco que contenía la
eCG liofilizado, se homogenizo y se dejó dentro de la caja térmica.
 Se cargó la cantidad necesaria según el tratamiento, para aquellas
borregas que fueron sincronizadas con 250 UI se cargó 1.25 mL y
para 350 UI se cargó 1.75 mL de la hormona.
 Se desinfecto la parte media de la región de la nalga de cada
borrega y se aplicó la inyección intramuscular profunda.
3.3.2. DETECCIÓN DE CELO EN LAS BORREGAS SINCRONIZADAS
a) Luego de la aplicación de eCG y a partir de 36 horas se procedió
a la observación la presentación de signos de celo, para registrar
la frecuencia de celo por el método de observación directa
mediante el comportamiento de la hembra frente al macho, se
consideró borrega en celo aquella que acepto ser montada por
carnero vasectomizado, la observación fue por la mañana una
hora antes de la inseminación.
b) Asimismo en el momento de la inseminación se registró el color de
la cérvix de las borregas en celo y el aspecto de las secreciones
que estas presentaron.

41
3.3.3. INSEMINACIÓN ARTIFICIAL CERVICAL
A. Preparación de las borregas para la inseminación
 las borregas de los dos grupos fueron sometidas en ayuno para
ser inseminadas 50 h después de la aplicación de eCG.
 Las borregas de los dos grupos han sido higienizadas, a niivel
vulvar con un papel toalla.
B. Colección y evaluación de semen
 Se tomó al carnero de la raza Assaf de semen evaluado y
entrenado a la colección de semen con vagina artificial.
 Al macho, se realizó la limpieza del área prepucial.
 Se preparó la vagina artificial convencional con copa colectora, a
una temperatura de 40°C a nivel de la funda y presión adecuada
para la eyaculación del macho; la copa colectora se sujetó con la
mano empuñada para conservarla la temperatura corporal hasta
la colección propiamente dicha.
 Con la ayuda de un auxiliar se sujetó una borrega en celo franco
y se presentó al macho.
 Sujetada la borrega, el carnero Assaf realizo intentos de salto e
introducción de pene, con la mano izquierda se desvió el prepucio
y el pene hacia la vagina artificial colocada en la misma dirección
del pene del carnero, que después de varios intentos introdujo el
pene en la vagina artificial y mediante la distención de la “S”

42
peniana a lo que se denomina “golpe de riñón”, se colecto el
eyaculado.
 Una vez obtenido el semen, inmediatamente se realizó un
examen macroscópico observando volumen, color y motilidad.
 El semen colectado se trasladó a un tubo de ensayo calentado
adecuadamente y se mantuvo en baño María a 37°C., observando
su motilidad microscópicamente antes, durante y después de la
inseminación.
 La dilución se realizó con leche descremada Gloria® UHT, lo cual
fue hervida primeramente en un envase de vidrio a baño maría
por 8 minutos luego se dejó enfriar y se mantuvo a 37°C y se
realizó la dilución en una proporción de 1:1
C. Inseminación cervical en las borregas
 las borregas de los dos grupos se trasladaron a la sala de
inseminación del fundo Waqrani de la Granja Don Bosco.
Realizándose la inseminación de las borregas 50 horas
posteriores de la aplicación de eCG.
 Minutos antes de la inseminación, a lado de la estufa se colocó
la pipeta y pistola inseminadora micro dosis, con la finalidad de
evitar el shock frio del semen.
 Con la ayuda de un auxiliar se sujetó las borregas, sosteniendo
este las cañas posteriores de la borrega con la grupa pegada al
pecho del auxiliar presentando la región vulvar a una altura

43
adecuada, quedando la borrega con la cabeza colgada y entre las
piernas del auxiliar.
 Seguidamente se realizó la higienización de la región vulvar con
papel toalla.
 Con la pistola inseminadora micro dosis se succionó el semen del
tubo de ensayo en baño maría a 37°C, y con la mano derecha se
sujetó la pistola.
 Una vez cargada la pistola inseminadora, con la mano izquierda
se cogio el vaginoscopio previamente lubricado, fue necesario la
ayuda de un auxiliar para que despliegue los labios vulvares, y
luego se introdujo suavemente el vaginoscopio en la vagina de la
borrega, se encendió la luz del vaginoscopio y se ubicó la entrada
cervical.
 Ubicada la entrada de la cérvix, se introdujo la pistola
inseminadora micro dosis por el canal del vaginoscopio y se
depositó el semen en la entrada cervical.
 Acabado el proceso de inseminación se retiró suavemente la
pistola inseminadora y el vaginoscopio.
3.3.4. DIAGNÓSTICO DE GESTACIÓN A TRAVÉS DE ECOGRAFÍA
TRANSRECTAL
a) El diagnostico de gestación en las borregas inseminadas se
realizó a los 60 días post inseminación cervical.

44
b) Para el diagnostico de gestación se utilizó el transductor lineal de
un ecógrafo veterinario Medison con una frecuencia de 7.5 Mhz.
c) El transductor del ecógrafo fue acondicionados con un guante
obstétrico, al cual se le aplico gel ecográfico, al mismo tiempo este
fue lubricado con aceite mineral.
d) Las borregas fueron sujetadas por un personal inmovilizándolo a
las borregas, realizando la limpieza y evacuación de las heces,
para mejorar la observación se aplicó aceite mineral al recto que
también facilito el desplazamiento del transductor.
e) Una vez introducido el transductor del ecógrafo se comenzó a
localizar los cuernos uterinos guiándose por la vejiga con el objeto
de observar la presencia o no de la vesícula embrionaria o cuerpo
embrionario (patrón ecográfico anecogenico).
3.3.5. DETERMINACIÓN DE PARÁMETROS DE FERTILIDAD
- La fertilidad fue determinada usando la siguiente formula:
Porcentaje de fertilidad (%)
=
Número de borregas preñadas
Número total de borregas inseminadas
x 100

45
3.4. MÉTODO ESTADÍSTICO
Los datos cuantitativos discretos de las variables en estudio como
frecuencia de presentación de celo, fertilidad, natalidad y prolificidad en
borregas Assaf fueron analizados mediante la la Prueba Estadística no
Paramétrica de Chi – cuadrado; cuya fórmula es la siguiente:
Donde:
Oij= Frecuencia observada.
Eij= Frecuencia esperada
𝑋2
= ∑ ∑
(𝑂𝑖𝑗 − 𝐸𝑖𝑗)2
𝐸𝑖𝑗
𝑘
𝑗=1
𝑟
𝑖=1

46
IV. RESULTADOS Y DISCUSIÓN
4.1. FRECUENCIA DE PRESENTACION DE CELO EN BORREGAS
ASSAF
Los resultados de la frecuencia de presentación de celo en borregas Assaf
se muestran en la tabla 2 y figura 1.
Tabla 2 frecuencia de presentación de celo según dosis eCG
Tratamientos
según eCG
Borregas
Sincronizadas Celo (%)
250 UI 24 23 (95.83)
350 UI 25 25 (100.00)
(P≥0.05)
Figura 2 Frecuencia de celo en borregas Assaf
95.83
100
70
75
80
85
90
95
100
105
250 UI 350 UI
Tasadeborregasencelo(%)
Dosis de eCG

47
En la tabla 2 y figura 2, se observa la frecuencia de celo en borregas Assaf
por efecto de dosis de eCG; en el cual se encontró el 95.83% de borregas
en celo cuando recibieron 250 UI y el 100% de las borregas en celo con
una dosis de 350 UI de eCG, los mismos contrastados a la prueba
estadística de Ji cuadrada no mostraron diferencias significativas (P≥0.05);
lo que indica que ambas dosis no hizo variar la frecuencia de celo en
borregas.
Estos resultados del presente estudio se asemeja al reporte de Mango
(2015) quien reporta de 94.74 y 100% de borregas corriedale, y asimismo
Quispe (2010) reporta un 95.6% de frecuencia de celo en borregas de raza
Corriedale. Mientras Catalano y col. (2007) registra tasas del 100% de celo.
Esta semejanza encontrada con los mencionados autores refleja que no
influye el factor Raza como es el Assaf y Corriedale, ya que los animales
en estudio se encontraban en el mismo medio ambiente. Además de las
dosis utilizadas por otros autores fueron superiores a las utilizadas en el
presente estudio, lo cual induce una mayor tasa de presentación de celo
debido a la acción de la eCG que es una hormona glicoproteica con acción
similar al de las gonadotropinas (FHS y LH), este hecho reduce la atresia
de folículos preovulatorios que producirá una elevación en el nivel de
estrógenos la misma que iniciara una expresión de receptores para la LH
sobre los folículos en desarrollo, los que empezaran a sintetizar una
creciente cantidad de estradiol, manifestando estro y ovulación en las
borregas 93.48% de estros al uso de esponjas impregnadas con 60 mg de
MAP en combinación con 375 Ul de eCG (Martinez et al.,2006). A esto

48
coadyuva (Rubianes, 2000) donde manifiesta que solamente a la
exposición de P4 por 12 días es suficiente para inducir receptores de
oxitocina en el endometrio e incrementar la secreción de PGF2α, inducida
por oxitocina.
Los resultados del presente estudio fueron superiores al reporte de Wildeus
(2000) quien indica que la tasa de presentación de celo para Corriedale,
Merino y Hampshire Down fueron de 60, 57 y 56% respectivamente y
Rajama Hemdram et al. (1993) reportan en animales Dorset un 77% de
tasa de presentación de celo. Esta diferencia se podría al factor manejo y
raza; ya que los ovinos de raza Assaf son de características prolíficas; a
pesar de los autores mencionados utilizaron hormonas entre 300 y 350 UI
las cuales parecen ser no suficientes para la inducción de celo en este tipo
de razas de ovinos. La duración del tratamiento debe igualar o exceder la
vida media del cuerpo lúteo, es decir entre 10 a 14 días. El método más
conveniente de administración de progesterona es mediante dispositivos
intravaginales, los que se mantienen durante 12 a 14 días, manifestándose
estro durante las primeras 48 horas posterior al retiro del dispositivo
(Simonetti, 2008).
Además (Moses et al., 1997) observó tasa de celo detectadas con machos
enteros (con pechera) post retiro de esponja intravaginal de 60%, 57% y
56% para las ovejas Corriedale, Merino y Hampshire Down,
respectivamente, resultados por debajo a los reportados en otros estudios
en ovejas Merino y en ovejas Black Belly (Mellisho et al., 2006) reporta el

49
95 %. Las diferencias de estos valores se deberían a muchos factores que
pueden afectar las respuestas de celo a la sincronización tales como raza,
edad, alimentación, intervalo parto-inseminación, manejo, estación, efecto
macho, tipo de hormona, técnica desincronización etc. Esta reducida
respuesta al celo en este experimento, podría deberse a la elevada
condición corporal (3,0 a 5,0) que presentaron las ovejas sincronizadas, ya
estas estaban siendo alimentadas en pasto cultivado (Wildeus, 2000).
4.2. TASA DE FERTILIDAD EN BORREGAS ASSAF
Los resultados de la fertilidad en borregas Assaf inseminadas, se muestran
en la tabla 3 y figura 3.
Tabla 3 fertilidad obtenida en borregas Assaf según dosis eCG
Tratamiento Borregas
Inseminadas
(%)
Fertilidad
250 UI 23 14(60.87)
350 UI 25 17(60.00)
(P≥0.05).

50
Figura 3 Tasa de fertilidad en borregas Assaf.
En la tabla 3 y figura 3, se evidencia la tasa de fertilidad en borregas Assaf
por efecto de dosis de eCG; en donde refleja que las borregas que
recibieron dosis de 250 UI de eCG tuvieron una fertilidad de 60.9 %
comparado al de las borregas que fueron aplicados dosis de 350 UI de eCG
que mostraron una fertilidad de 60.0 %, los mismos contrastados a la
prueba estadística de Ji cuadrada no mostraron diferencias significativas
(P≥0.05); lo que indica que ambos dosis tuvieron efecto en la variación de
la fertilidad de las borregas.
Estos valores del presente estudio fueron inferiores al reporte de Ortega
(2006) donde aplicó de 15, 30, 45 o 60 mg de MAP en ovejas Corriedale en
época no reproductiva y dosis de eCG de 300, 450 y 600 Ul, del cual obtuvo
tasas de fertilidad de 81.2% a 84.3%. Otros estudios realizaron un ensayo
60.87
60.00
45
47
49
51
53
55
57
59
61
63
65
250 UI 350 UI
Porcentajedeborregasfértiles(%)
Dosis de eCG

51
comparativo entre dos dosis de eCG, y registraron tasas de preñez al
emplear 200 UI (51%) en relación a 300 UI (37%). La disminución de la
eficiencia reproductiva al utilizar una mayor dosis de eCG podría deberse a
una alteración en la maduración final del óvulo, que determinaría una menor
tasa de fertilización.
Estudios de Mellisho (2006) reporta la tasa de preñez de ovejas Black Belly
criadas de forma estabulada en la costa peruana y que fueron inseminadas
intrauterinamente vía laparoscópica con semen congelado en borreguillas
y ovejas. La sincronización del estro se realizó con esponjas intravaginales
(60 mg de acetato de medroxiprogesterona) por 13 días y la aplicación de
300 UI de gonadotropina coriónica equina al retiro de las esponjas. La
inseminación se realizó a tiempo fijo (62-65 h del retiro de la esponja
intravaginal) usando un pellet de semen congelado (0.4 ml con 40 x 106
espermatozoides) en el lumen de cada cuerno uterino; y el diagnóstico de
preñez por ecografía transrectal a los 35 días después de la inseminación
artificial, no se encontraron diferencias significativas en la tasa de preñez a
los 35 días después de la inseminación laparoscópica entre las borreguillas
(71.4%) y las ovejas (64.7%).
Los progestágenos se aplican en diferentes periodos, seguido de la
administración de estrógenos y hormonafolículo estimulante (FSH) en
forma de gonadotropina sérica de yegua gestante (PMSG), la cual
actualmente es denominada eCG (equine chorionic gonadotrophin) que

52
ejerce una actividad de FSH y también de LH o bien utilizando hormona
liberadora de gonadotropinas, GnRH (Daza, 1997).
4.3. TASA DE NATALIDAD Y PARICIÓN EN BORREGAS ASSAF
Los resultados de la tasa de natalidad en borregas Assaf, inseminadas se
muestran en la tabla 4 y gráficos 4 y 5.
Tabla 4 tasa de PARICION en borregas Assaf sincronizadas según dosis
hormonal
Tratamientos
eCG
Borregas
Inseminadas
%
Parición
%
Natalidad
250 UI 23 13 (56.52) 17 (73.91)
350 UI 25 14 (56.00) 18 (72.00)
(P≥0.05)
Figura 4 Tasa de Parición de borregas Assaf según dosis de eCG
56.5
56
50
51
52
53
54
55
56
57
58
59
60
250 UI 350 UI
Borregasparidas(%)
Dosis de eCG

53
Figura 5 Tasa de natalidad de borregas Assaf según dosis de eCG
En la tabla 4 y figura 4 y 5, muestran la tasa de borregas Assaf paridas por
efecto de dosis de eCG; en donde refleja que las borregas que recibieron
dosis de 250 UI de eCG tuvieron tasas de natalidad de 73.91 % y tasa de
paricion de 56.5 %, respectivamente; similar respuesta fue cuando las
borregas que fueron aplicados dosis de 350 UI de eCG mostraron tasa de
natalidad de 72 % y 56.0 %, respectivamente; los mismos contrastados a
la prueba estadística de Ji cuadrada no se encontró diferencias estadísticas
significativas (P≥0.05); lo que indica que ambas dosis tuvieron efecto en la
variación de la tasa de partos en relación de las borregas inseminadas y
borregas preñadas.
Los valores encontrados en el presente estudio se asemeja a los reportes
(Quispe y, Mamani 2010) y (Calle 1986), quienes registran tasa de
natalidad de 96.42 % y 88.18 % cuando fueron relacionados al total de
borregas Assblack preñadas.
73.91
72
50
55
60
65
70
75
80
250 350
BorregasNatalidad(%)
Dosis de eCG

54
4.4. TASA DE PROLIFICIDAD
Los resultados de la tasa de prolificidad en borregas Assaf inseminadas, se
muestran en la tabla 5 y figura 6.
Tabla 5 tasa de prolicifidad (crías nacidas) en borregas assaf
sincronizadas según dosis eCG
Tratamiento
Borregas
con Parto
Prolificidad
(%) Gemelar
(%)
250 UI 13 17 (130.77) 4 (30.77)
350 UI 14 18 (128.57) 3 (20.00)
(P≥0.05)
Figura 6 Tasa de Prolificidad de borregas
130.8
128.6
90
95
100
105
110
115
120
125
130
135
140
250 UI 350 UI
Porcentajedecorderonacidos(%)
Dosis de eCG

55
En la tabla 5 y figura 6, se muestra la tasa de borregas Assaf prolíficas por
efecto de dosis de eCG; en donde refleja que las borregas que recibieron
dosis de 250 UI de eCG tuvieron una tasa de prolificidad de 130.77 %
comparado al de las borregas que fueron aplicados dosis de 350 UI de eCG
mostraron una tasa de partos de 128.57 %, estos contrastados a la prueba
estadística de Ji cuadrada no reflejaron diferencias estadísticas
significativas (P≥0.05); lo que indica que las dosis no tuvieron efecto en la
variación de la tasa de prolificidad de las borregas. A esto contribuye
(Cueto et al., 2001) manifestando que la aplicación de las distintas dosis de
eCG no incidió en el número de corderos nacidos por oveja parida (103%
para 200 UI y 111% para 300 UI de eCG). Sin embargo, los valores de
prolificidad variaron anualmente entre el 100 y 120%, independientemente
del tratamiento hormonal.
Como observamos en el presente estudio se obtuvieron 30.80 y 28.60 %
de prolificidad con dosis de 250 y 350 UI de eCG, que fue similar al obtenido
por Quispe y Mamani (2010) quiénes reportan 35.71 %; y Calle (1986) en
ovejas Assaf reporta valores superiores como 42.73 %.

56
V. CONCLUSIONES
La presentación de frecuencia de celo en borregas Assaf sincronizadas no
difiere (P≥0.05) por efecto dosis de eCG.
La aplicación de diferentes dosis de eCG (350 UI y 450 UI) no afecta la tasa
de fertilidad de forma significativa sino que se obtienen resultados similares.
La tasa de prolificidad en borregas Assaf sincronizadas fue similar (P≥0.05)
por efecto dosis de eCG.

57
VI. RECOMENDACIONES
En los protocolos de sincronización de celo con progestágenos se
recomienda utilizar en ovinos Assaf las dosis de 250 a 350 UI.
En condiciones parecidas se puede realizar la I.A con sincronización de celo
a inicios de época reproductiva.
En ovinos de raza Assaf en condiciones de altura es posible hacer la
sincronización de celo con progestágenos.
Las diferentes dosis no incrementan la fertilidad, natalidad y prolificidad en
la época de inicios reproductivos.

58
VII. REFERENCIAS
Aisen, EG. 2004. reproducción ovina y caprina. En: preparación de las hembras.
Detección y control del estro y la ovulación. figueiredo v. (ed). Inter - medica,
s.a.i.c.i., buenos aires, argentina.
Alencastre, R. G. 2010. Resultados de inseminación artificial de ovinos con
semen congelado por laparoscopia. Revista de investigación de bovinos y
ovinos (IIBO). Vol. 8, n° 1 (2011). FMVZ-UNA Puno.
Alencastre, R. G. 1997. Producción de ovinos. 1ra Edición. Editorial A&R
Panamericana E.I.R.L. Perú.
Alvarez, J. 1999. Influencia de la alimentación en el rendimiento reproductivo del
ganado ovino. Mundo ganadero. edit. Eumedia s. a. Madrid – España.
Amoha, E. A. and Gelaye, S. 1990. Superovulation, synchronization and
breeding of does. small rumin res. 3: 63-72.
Amoha, E. and Gelaye, S. 1990. Superovulation, synchronizationand breeding of
does. small rumin res.3:63-72. usa.
Anel, L., M Kaabi, B. Abroug, M. Alvarez, E. Anel, JC. Boixo, LF. De la Fuente
and P. de Paz. 2005. Factors influencing the success of vaginal and
laparoscopic artificial insemination in churra ewes: a field assay. therio-
genology 63: 1235-1247.
Araujo, A, Gamarra, J., Teixeira, V., Fierro, S., Gil, J., Olivera, J. 2006. Efecto
de dos diluyentes y dos tiempos de preservación de semen refrigerado
sobre la concepción en IA cervical de ovinos en celo natural. In. XXXIV
Jornadas Uruguayas de buiatría : 219-220.

59
Arendt, J. 1995. Melatonin and the mammalian pineal gland. seasonal and
circadian physiology. Repro. fert. 3: 13 – 22. USA.
Arroyo, J., Hmagaña - Sevilla, MA. Camacho - Escobar. 2011. regulación
neuroendocrina del anestro posparto en la oveja. Tropical and subtropical
agroecosystems. 10: 301-312.
Arroyo, J., J. Gallegos, A. Godoy, J. Mendez. 2006. sistemas neuronales de
retroalimentación durante el ciclo reproductivo anual en oveja. Revisión.
copyright interciencia association. Publication date: 01 – Jan -06. venezuela.
Azzarini, M. 2001. Evaluación del efecto de dispositivo intravaginal con
progesterona (cidr-g) o un progestágeno sintético (MAP), sobre la
sincronización del ciclo estral y la fertilidad de las ovejas en otoño.
Producción ovina. Volumen 8. Uruguay.
Balcázar, A., C. Luyando, C. Murcia, J. Valencia, L. Zarco y O. Mejía. 1995.
diagnóstico de gestación en ovejas mediante no retorno a estro,
radioinmunoanálisis, ultrasonido doppler y ultrasonido de tiempo real.
Memorias del viii congreso nacional de producción ovina; 17-20; chapingo,
estado de México. Asociación mexicana de técnicos especialistas en
Ovinocultura, a. c., 1995:195-198.
Barrell, G. K., MS. Moenter, A. Caraty and JF. Karsch. 1992. Seasonal changes
of gonadotropin -releasing hormone secretion in the ewe. Biology of
reproduction. 46: 1130-1135.
Barrell, G.K., LA. Thrun, ME. Brown, C. Viguié and FJ. Karsch. 2000.
Importance of photoperiodic signal quality to entrainment of the Circannual
reproductive rhythm of the ewe. Biology of reproduction. 63: 769-774.

60
Bearden, H. J. y J. Fuquay. 1982. Reproducción animal aplicada. Manual
moderno. México d.f. pp.135-250.
Bellenda, O., 2006. El ultrasonido o ecografía aplicada a la reproducción animal.
Asesoría privada.
Bogusz, AL., LS. Hardy, MN. Lehman, JM. Connors, SM. Hileman, H. Sliwowska,
HJ. Billings, CJ McManus, M. Valent, SR. Singh, CC. Nestor, LM. Coolen
and RL. Goodman. 2008. Evidence that gamma - aminobutyric acid is part
of the neural circuit mediating estradiol negative feedback in anestrous ewes.
Endocrinology. 149: 2762-2772.
Brown, RE., SA. Imran, UR. Wilkinson. 2008. Kiss – lm RNA in adipose tissue is
regulated by sex hormones and food intake. Molecular and cellular
endocrinology. 281: 64-72
Buratovich, of., M. Villa y S. Bobadilla. 2000. determinación del efecto del estado
fenológico sobre la producción y valor nutritivo de los henos obtenidos en las
praderas ubicadas en las zonas de vega (mallines). Plan de trabajo. INTA
EEA esquel. Argentina.
Cabodevila, J. 2000. Superovulación de hembras bovinas. En: biotecnología de
la reproducción. Editado por: palma, G. A. 2001.
Cárdenas, H. 1997. Control artificial del ciclo estral en ovino. Memorias: i
symposium internacional: avances en reproducción en rumiantes APPA.
Julio 17-18. Perú.
Cueto, M, A. Gibbons y R. González. 1992. grupo de reproducción y genética.
(Ed.). Curso de entrenamiento en congelamiento de semen, inseminación

61
artificial intrauterina y transferencia de embriones en ovinos. Inst. Nac. De
Tec. Agrop. (INTA), bariloche, depto. De prod. Animal; argentina, pp. 57.
Cueto, M. y A. Gibbons. 2001. efecto de la dosis de PMSG en la inseminación
artificial intrauterina sistemática o con detección de celos. ITEA. Asociación
interprofesional para el Desarrollo Agrario 18: 2. 440-442.
Cueto, M., G. Vinent, A. Gibbons, M. Wolff y J. Arrigo. 1993. obtención
procesamiento de semen ovino. Manual de divulgación. Comunicación
técnica de producción animal del INTA bariloche n° 200. Argentina.
Calle, E. R. 1970. Producción de ovinos. Departamento de producción animal.
Facultad de Zootecnia. UNA la Molina, Lima Peru.
Daza, A. 1997 reproducción y sistemas de explotación del ganado ovino. ed.
Mundiprensa. Esp. ASAS 43:175. México.
Dimas, M. 2000. Problemática del uso de pieles en la industria de la curtiembre
para exportación. Tesis. Fac. De Zootecnia .UNALM, Lima - Perú.
Duran del Campo, A. 1993. Inseminación artificial. p. 43-45. Cap. 3. in manual
práctico de reproducción e inseminación artificial en ovinos. ed.
agropecuario hemisferio sur S.R.L., Montevideo, Uruguay.
Fernández - Abella, D.H., M. O. Preve and N. Villegas. 2003. Insemination time
and dilution rate of cooled and chilled ram semen affects fertility.
theriogenology, 60: 21-26.
Fierro, S., Olivera, J., A. Gil, J. Gamarra, V. Teixeira. 2005. resúmenes 6to
simposio internacional de reproducción animal. irac, córdoba, argentina.
495.

62
García, VJ., R. González, M. Cueto y A. Gibbons. 1992. efecto de la
inseminación artificial intrauterina con dos concentraciones de semen
congelado, celo natural y sincronizado, sobre la fertilidad en ovejas merino
australiano. Manual de divulgación. Comunicación técnica de producción
animal del INTA, bariloche nº 187. Argentina.
Gibbons, A. y M. Cueto. 2004. Jornadas de inseminación artificial con semen
fresco en ovinos. Manual de divulgación. Comunicación técnica de
producción animal del inta. bariloche. nº 200.
Gil, J. 2002. Preservación de semen ovino. In. Reproducción en los animales
domésticos. vol.ii:365-385. R. ungerfeld ed. melibea eds. Uruguay.
Gonzalez, M. 1980. Largo del estro y del ciclo estral en borregas
corriedale del altiplano. Tesis FMVZ. UNA – Puno.
Goodman, R. 1994. Neuroendocrine control of the ovine estrous
cycle.physiol. reprod. 2: 659-724. USA.
Gordon, I. 1989. Control de la crianza de los animales de granja. Edt.
continetal S.A. mexico.
Gordon, I. 1997. Fixed - time sheep artificial insemination. En: controlled
reproduction in sheep and goats. p 116-145. cabi publishing. UK. USA.
Goubillon, M., B. Delaleu, Y. Tillet, A. Caraty, and AE. Herbison. 1999.
Localization of estrogen-receptive neurons projecting to the GnRH neuron-
containing rostral preoptic area of the ewe. neuroendocrinology. 70: 228-236.
Hafez, E.S.E. y Hafez B. 2002. reproducción e inseminación artificial en
animales. ed. McGraw- Hill interamericana, 7ª ed. México, D.F.

63
Herrera, C.J., Quintal, J.A., KU, J.C., Aguayo, M. y Williams, L. 2001. Dinámica
folicular y concentración sérica de lípidos en ovejas Pelibuey suplementadas
con ácidos grasos poliinsaturados en la dieta. II congreso latinoamericana
de especialistas en pequeños rumiantes y camélidos sudamericanos.
Yucatán, México.
Jiménez, R. A. O., Ortiz, H. A, Núñez, S. J, Mejía, V. O. 2004. fertilidad
y prolificidad obtenidas tras la transferencia de un embrión a ovejas
receptoras con servicio previo. XXVIII congreso nacional de buiatria
morelia, michoacán, México. p. 296.
Karsch, FJ., LE. Bittman, LD. Foster, LR. Goodman, JS. Legan and EJ.
Robinson. 1993. Neuroendocrine basis of seasonal reproduction. recent
progress in hormone research. 40: 185-231.
Lehman, MN. LM. Coolen, RL. Goodman, C. Viguié, HJ .Billings and FJ. Karsch.
2002. Seasonal plasticity in the brain: the use of large animal models for
neuroanatomical research. Reproduction supplement. 59: 149-165.
Lindsay, R. 1991. Reproduction in the sheep and goat.anim. reprod. sci. 4:491-
515. Canada. 274p. Austria.
Liu, X., Q. Dai, NC. Rawlings. 2007. ultrasonographic image attributes of non-
ovulatory follicles and follicles with different luteal outcomes in gonadotropin-
releasing hormone (GnRH)-treated anestrous ewes. Theriogenology 67,
957-969.
Malpaux, B., H. Tricoire, F. Mailliet, A. Daveau, M. Migaud, DC. Skinner, J.
Pelletier, P. Chemineau. 2002. Melatonin and seasonal reproduction:

64
understanding the neuroendocrine mechanisms using the sheep as a model.
reproductionsupplement.59: 167-179.
Malpaux, B., JC. Thiéry, P. Chemineau. 1999. Melatonin and the seasonal
control of reproduction. Reproduction nutrition development. 39: 355-366.
Mango R. (2015). Efecto de diferentes niveles de eCG sobre la fertilidad de
borregas Corriedale inseminadas en época no reproductiva. Tesis para el
grado de Médico Veterinario y Zootecnista. Puno – Perú: Universidad
Nacional del Altiplano.
Manazza, E., 2007. Diagnóstico de preñes en ovino. Grupo sanidad animal
E.E.A.INTA Balcarce. Argentina.
Martinez, J., M. Sanchez, L. Bucio, A. Rojo, G. Mendoza, J. Cordero y O. Mejia.
2006. efecto de eCG e inseminación laparoscópica sobre el comportamiento
reproductivo en ovejas F1 (damara x merino). Publicación. Revista científica
de la facultad de ciencias veterinarias. Universidad de Zulia. México.
Mc Donal, L. 1981. Reproducción y endocrinología veterinaria. 2da edición.
Editorial interamericana. México.
Mejia, G. P. y Hernández, O. G. 1996. "curso teórico-práctico sobre
reproducción aplicada en pequeños rumiantes". Universidad
nacional autónoma de México. Noviembre. p. 28-43.
Mellisho, E. 2006. Manual de laboratorio de reproducción animal. Universidad
agraria la molina. Lima. perú.
Mellisho, E., H. Pinazo, y CH F. René, 2006. Inseminación intrauterina vía
laparoscópica de ovejas black belly con semen congelado. Rev. Investiga.
Vet. Perú, jul./dic 2006, Vol.17, no.2, p.131-136. ISSN 1609-9117.

65
Moses, D., AG. Martinez, L. G. Dorio, A. Valcarcel, A. Ham, H. Pessi, R.
Castañon, A. Maciáy MA. De Lasheras.1997. A large - scale program in
laparoscopic intrauterine insemination with frozen-thawed semen in
australian merino sheep in argentine patagonia. thenogenology 48:651-657.
Mantoro, V., Gallego, R. & Pérez Gusman, M.D. 2002 Jornada de SEOC,
Valencia.
Nuncio, O.M.G.J. y F. Escobedo A. 2000. Diagnóstico de los sistemas de
producción ovina en tabasco. III diversificación productiva de las unidades
de producción ovina. en memoria de la XIII reunión científica - tecnológica
forestal y agropecuaria. Villa hermosa, tabasco. México. p. 307.
Olivera, J., A. Gil, J. Gamarra, V. Teixeira y S. Fierro. 2005. I - preservación
seminal para la IA cervical en majadas del proyecto merino fino: semen
refrigerado (24 y 48 h). Programa de apoyo y vinculación con sector
productivo.
Ortega, C. 2006. Comparación de dos métodos de sincronización del estro en
ovinos de pelo. Tesis de grado de maestro de ciencias. Universidad
autónoma de chihuahua, facultad de zootecnia. México.
Pérez, U.H., 2015. Efecto de dos dosis de eCG sobre la fertilidad de borregas
Corriedale Inseminadas por laparoscopia. Revista de investigación de
bovinos y ovinos (IIBO). FMVZ-UNA Puno.
Pérez, M G., TL. Quispe, E. Aguirre, M L. Quispe, U H. Pérez. 2010. porcentajes
de gestación y parición en ovejas usando inseminación laparoscópica con
semen congelado. Revista de investigación de bovinos y ovinos (IIBO).
FMVZ-UNA Puno.

66
Rosa, HJ., MJ. Bryant. 2003. seasonality of reproduction in sheep. small
ruminant research. 48: 155-171.
Quispe, J., Mamani, H.R. 2010. Principales características productivas de un
rebaño de ovinos Assaf en la provincia melgar. En revista del instituto de
investigación de bovinos y ovinos, IIBO Vol, 8 N°1- 2010, FMVZ Puno Peru.
Quispe, M. L. 2010. Inseminación artificial a tiempo fijo en época no
reproductiva en borregas corriedale en el altiplano. Tesis FMVZ-UNA-
PUNO.
Rubianes, E. 2000. Ondas de desarrollo folicular y respuesta ovárica en la oveja.
Tesis doctoral. Universidad de la república. Uruguay.
Rubianes, E., T. Castro, V. Viñoles, R. Ungerfeld, B. Carvajal y S. Kmaid. 1995.
facultad de veterinaria. superovulación y transferencia de embriones en
ovinos. Departamento de fisiología veterinaria montevideo, Uruguay.
Saacke. R. G. 1982. Components of semen quality j. anin. sci. 55: 1-13
Salamón S. 1990. inseminación artificial de ovejas y cabras. ed. Acribia.
España, 1-171.
Santiani A, Sandoval R, Ruiz L, Coronado L. 2004. Estudio de la integridad en
espermatozoides de ovino mediante la prueba de estrés hipoosmótico. En:
xxvii reunión científica anual de la APPA. Piura, Perú.
Sasa, A. 2002. Concentraciones plasmáticas de progesterona en ovejas de lana
y ovejas de pelo en periodo de abril a septiembre. Revista brasileira de
zootecnia. Sao paulo. Brasil.
Simonetti, L. 2008. Simplificación de los métodos de superovulación en ovejas
de la raza corriedale. Universidad politécnica de valencia. Departamento de

67
ciencia animal - departamento de ciencia animal. 2008-12-15 /3104 02.
España.
Snyder, JL., JA. Clapper, AJ. Roberts, D W. Sansón, DL. Hamernik and GE.
Moss, 1999. Insuline - like growth factor-I, insulin-like growth factor-binding
proteins, and gonadotropins in the hypothalamic-pituitary axis and serum of
nutrient-restricted ewes. Biology of reproduction. 61: 219-224.
Stockebrand, C. 2003. Desarrollo de una técnica asistida por laparoscopía para
recolección de embriones de ovejas. Memoria de titulación, escuela de
medicina veterinaria, Universidad Austral de Chile.
Thiéry, J C., P. Chemineau, X. Hernandez, M. Migaud, B. Malpaux. 2002.
Neuroendocrine interactions and seasonality.domestic animal
endocrinology. 23: 87-100.
Vazques, J.M., Grrido, C,. Mazariegos, V, Salvador, S. Legaz, E., Fuentes, C
L.F. Fertilidad de semen conservado A + 5°c durante 24 h, xxxv 2010
Viguié, C, J. Thibault, J C. Thiery and B. Malpaux. 1997. Characterization of the
short day-induced decrease in median eminence tyrosine hydroxylase
activity in the ewe: temporal relationship to the changes in luteinizing
hormone and prolactin secretion and short day-like effect of melatonin.
Endocrinology. 138: 499-506.
Vivanco, W. 2000. Transferencia de embriones en la especie ovina y caprina.
en: biotecnología de la reproducción. Editado por: Palma GA. 2001.
Wildeus, S. 2000. Current concepts in synchronization of estrus: sheep and
goats. j. anim. sci. 77:1-14

68
Zaien, LD., J. Tainturier, Chein Li and M. Soltani. 1996. Vaginal sponges and
different PMSG doses to improve beading performance of black thibas ewes.
Rev. Med. Vet. 145: 350 – 310.

70
a. MATERIALES Y EQUIPOS UTILIZADOS EN EL TRABAJO DE
INVESTIGACION
- De campo
. pintura esmalte
Cuaderno de campo lapicero
Aceite mineral
Especulo
Kit de esponjas
Antiseptic
Guantes de latex para examen
Equipo de inseminacion artificial ovino
Papel toalla
Termometro para liquidos
Pipeta de inseminacion
Hormonas (eCG) (novormon)
- De laboratorio
Microscopio
Laminas cubre y porta objetos
Ecografo vetrinario
- Otros
Motor de generador de luz
Combustible
Camara fotografica

71
PANEL FOTOGRAFICO
EQUIPO PARA LA COLOCACION DE LAS ESPONJAS INTRAVAGINALES
COLOCACION DE LAS ESPONJAS INTRAVAGINALES EN BORREGAS
ASSAF

72
RETIRO DE LAS ESPONJAS
APLICACIÓN DE LA HORMONA eCG A LAS BORREGAS ASSAF

73
COLECCIÓN DE SEMEN PA LA INSEMINACION ARTIFICIAL
EVALUACION MACROSCOPICA Y MICROSCOPICO DE SEMEN
COLECTADO

74
MATERIALES PARA LA INSEMINACION ARTIFICIAL
INSEMINACION ARTIFICIAL

75
IDENTIFICACION DE LAS BORREGAS
DIAGNOSTICO DE GESTACION

76
DIAGNOSTICO DE GESTACION POSITIVO
CRIA LOGRADA POR INSEMINACION

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