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UNIVERSITE DE TOLIARAUNIVERSITE DE TOLIARAUNIVERSITE DE TOLIARAUNIVERSITE DE TOLIARA
INSTITUTINSTITUTINSTITUTINSTITUT HALIEUTIQUEHALIEUTIQUEHALIEUTIQUEHALIEUTIQUE ETETETET DESDESDESDES SCIENCESSCIENCESSCIENCESSCIENCES MARINESMARINESMARINESMARINES
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MaST / MLMaST / MLMaST / MLMaST / ML
Troisième Promotion
Décembre 2007
RAZAFIMANANTSOA
Valéri Aristide
Mémoire de fin d’étudesMémoire de fin d’étudesMémoire de fin d’étudesMémoire de fin d’études
pour l’obtention du diplôme depour l’obtention du diplôme depour l’obtention du diplôme depour l’obtention du diplôme de MaST/ML
Option : Aquaculture et Contrôle de qualité
1
INTRODUCTION
L’élevage des Pénéides est pratiqué depuis fort longtemps dans les pays du
Sud-Est asiatique, tels que l’Indonésie : il s’agit d’élevage simple, consistant à tirer parti
des migrations des jeunes crevettes nées en mer vers les lagunes où elles grossissent
jusqu’à sa maturité sexuelle. C’est depuis 1933, sous l’impulsion d’un chercheur
japonais Hudinaga, que débute l’histoire moderne des élevages de crevettes Pénéides
(Annie Laubier, 1989).
A partir de cette date, de nombreuses recherches ont été entreprises pour
améliorer le rendement de la ferme, car les aquaculteurs sont toujours confrontés à un
barrage de problèmes, tels que les changements environnementaux, les conditions
alimentaires, la pollution et les maladies.
Actuellement, plusieurs outils sont disponibles pour aider à combattre la plupart
de ces problèmes. De la science de technologie, viennent les qualifications pour
construire et maintenir les équipements appropriés pour l’aquaculture. De l’étude de la
croissance animale, viennent les techniques pour permettre la reproduction élevée de
rendement en captivité. De la science agro-alimentaire, viennent les alimentations bien
projetées pour satisfaire les besoins des animaux. Et de la chimie, viennent les produits
pour maintenir les états sains de l’eau (www.nurturetech.net).
En dépit de tous ces outils, les problèmes persistent toujours. C’est pourquoi,
les chercheurs ont eu recours à la science biologique pour résoudre les problèmes
d’aquaculture. Cette approche utilise la propre manière de la nature de réduire la
pollution et de réduire au minimum les problèmes de la maladie. C’est ce que nous
allons découvrir dans ce présent travail intitulé : « Amélioration des conditions de vie
des crevettes Penaeus monodon en élevage semi-intensif par l’application du
produit EPICIN – Cas de la Société AQUAMEN E.F Tsangajoly ».
L’objectif de cette étude est d’avoir un milieu d’élevage sain par l'utilisation du
produit de traitement biologique d'Epicore qui réduira au minimum la pollution dans les
bassins d’élevage de crevette d’une part et par la bonne gestion des bassins d’autre
part. De ce fait, le but est de favoriser la croissance du cheptel et d’augmenter ainsi la
productivité.
Pour faciliter la compréhension de cette présentation le plan suivant a été
adopté : la première partie est consacrée à la généralité sur la Société Aquamen et sur
l’environnement de crevettes. La méthodologie occupe la seconde partie du travail qui
sera suivie de la présentation des résultats et des interprétations de ces résultats. Pour
finir, une conclusion et des recommandations seront avancées.
2
Partie I: LA GENERALITE
1.1. LA PRESENTATION SUCCINCTE DE LA SOCIETE
La société Aquamen E.F ou Aquaculture du Menabe Entreprise Franche a
obtenu son agrément de fonctionnement depuis le 4 février 1998 (Ralisaona B.L. ;
2002). Son activité est la production des crevettes Penaeus monodon destinées à
l’exportation, selon la méthode artisanale et semi-intensive.
1.1.1. La localisation géographique
Elle dispose d’un siège social à Ankorondrano (Tananarive), d’un bureau de
liaison à Andabatoara (Morondava), d’un centre de stockage des géniteurs et de
production des Post-larves à Ambararata (20°38’05.4 4’’S et 44°04’32.37’’E), d’une
ferme d’élevage et d’une usine de traitement à Tsangajoly (19°50’01.00’’S et
44°30’12.68’’E)[cf photo 1, 2, 3, 4, 5, 6 et carte 1, 2].
1.1.2. Les différentes unités de production
Plusieurs services concourent de manière directe ou non à la réalisation de
l’objectif, soit la production de crevettes haut de gamme [cf Figure 1]. Ce sont :
- L’écloserie, qui assure le stockage des géniteurs et la production des post-
larves (PL9 à PL15) servant à l’ensemencement des bassins d’élevage ;
- la Ferme, par leur 279.1 Ha de surface disposé en 59 bassins de grossissement
de 2.3 à 8 Ha, 23 bassins de prégrossissement de 1 à 2 Ha et 2 bassins
artisanaux de 4 Ha, assure le prégrossissement et le grossissement de crevettes
jusqu’à la taille marchande qui est de 18 à 43 g pour l’Aquamen ;
- l’Usine de traitement ainsi que le laboratoire d’analyse garantissent le traitement
et le conditionnement du produit ;
Photo 1 : Bassin d’élevage de Tsangajoly
(source : Aquamen, 2001)
Station de pompage
Usine
Labo
Magasin aliment
Magasin
emballage
Photo 2 : Usine de traitement
(source, Google Earth, 2007)
3Carte 1,2 et photo 3, 4, 5, 6 : Localisation géographique de la Ferme de Tsangajoly et l’écloserie d’Ambararata (source : FTM, 2005et Google earth, 2007)
Tsangajoly
Usine de traitement
Base vie
Ambararata
Morondava
4
Bassin de prégrossissement
PL11 – PL13 jusqu’à 0.2 g – 1g
Bassin de grossissement
0.2g à 1g jusqu’à 18 g à 43g
Stade mysis (env 4 jrs)
Stade zoé
(env 3jrs)
Oeuf
Stade nauplius
(48 à 60h)
Stade PL
Pêche et Prétraitement
Traitement et conditionnement
Figure 1 : Déroulement de la production de crevettes (Sources : Calvas, 1989 ; Pham, 2006 ; Auteur, 2007)
5
- le STREP s’occupe du transfert des juvéniles, de l’ensemencement et de la
récolte des crevettes qui atteignent la taille commerciale.
D’autres unités participent aussi à la chaîne de production : les services
Aérateur et électricité, Atelier Mécanique, Logistique, Travaux, Infirmerie, Pompage,…
1.2. LES CREVETTES DANS SON MILIEU D’ELEVAGE
1.2.1. L’environnement des crevettes
Les crevettes vivent dans un environ très complexe dans les bassins
d’élevage. L’eau, qui joue le support de l’élevage, est le siège d’une importante
réaction chimique. Et à part les crevettes, d’autres espèces végétales et animales
vivent dans le bassin d’élevage. Tel est le cas de bactéries, de phytoplancton, de
zooplancton, de gastéropodes, …
Plusieurs paramètres régissent la survie des crevettes dans son
environnement [cf Figure 2] : les paramètres physico-chimiques [cf tableau 1]
(l’oxygène dissous, le dioxyde de carbone, le pH, la salinité, la température, la turbidité
et les éléments nutritifs, tels que l’azote, le phosphore, le silice), les paramètres
biologiques (la richesse ou non en phytoplancton et zooplancton) et il ne faut pas
oublier les bactéries qui jouent un rôle important dans la minéralisation des matières
organiques et les micro-organismes pathogènes.
Figure 2 : L’environnement des crevettes d’élevage (Source : Dan Fegan, 2002)
Le tableau ci-dessous donne les valeurs des paramètres physico-chimiques
idéales pour l’élevage de crevette.
6
Paramètres Unités Tolérance Optimum
Physiques :
Température
Salinité
pH
Oxygène dissous
Matières en suspension
°C
‰
-
% de saturation
ppm FTU
20 – 36
0 – 40
6.5 – 9.5
50 – 110
< 15
30
33
8.2
100
traces
Chimiques :
Ammonium
Nitrite
Nitrate
Phosphate
Silicate
mg/l
"
"
"
"
< 0.1
< 5
< 10
< 5
< 100
Traces
"
"
"
"
Métaux lourds :
Mercure
Plomb
Cadmium
Cuivre
Zinc
mg/l
"
"
"
"
< 0.1
< 5
< 10
< 5
< 100
Traces
"
"
"
"
Agents toxiques :
Pesticides
Organochlorés
Heptachloride
Aldrine
DDT
mg/l
"
"
"
"
< 50
< 50
< 80
< 80
< 6
0
0
0
0
Hydrocarbures (PCA) mg/l < 10 0
Tableau 1 : Norme de qualité d’eau de mer pour l’élevage
des crevettes (source : Avalle et al. ; 2003)
1.2.2. Les problèmes fréquemment rencontrés durant l’élevage
Le stress ou la mortalité des crevettes sont généralement dus au changement
des paramètres d’élevage (physico-chimique et biologique), la pollution de son
environnement et la présence des micro-organismes pathogènes.
1.2.2.1. Les sources de pollution
La détérioration de la qualité d’eau d’élevage est cruciale pour la survie des
crevettes. Le changement de la qualité de l’eau est l’effet de la présence en quantité
élevée des matières fécales (produit du métabolisme du cheptel), les restes d’aliments
non consommés par le cheptel. Les polluants peuvent être aussi apportés par l’eau
effluent ou les résultats du nettoyage inefficace du bassin entre les cycles ou c’est l’effet
de l’utilisation en grande quantité des produits chimiques.
Ces déchets conduisent à la formation du sulfure d’hydrogène (H2S), du nitrite
(NO2) et de l’ammoniaque (NH3 ou NH4OH). Ces produits résultent de la transformation
des matières organiques par les bactéries ou apportés par les excrétions des
7
organismes aquatiques. La présence de ces déchets chimiques dans le milieu
d’élevage est néfaste pour les crevettes, car ce sont des produits toxiques.
1.2.2.2. Les micro-organismes pathogènes
Pour les éleveurs des crevettes, les maladies épidémiques et endémiques
affectent gravement la production (Rasoanaivo, 2004). Les agents des maladies
infectieuses des crevettes sont principalement des virus et des bactéries de la famille
des Vibrionacés. Les Vibrio luminescents figurent parmi les plus virulents et ils infectent
presque tous les différents stades larvaires. Cette infection est souvent associée à un
taux de mortalité très élevé (La Villa-Pitogo, 1995 in Joachim, 2005). Selon Lightner
(1997) in Randrianirina (2004), ce ne sont pas toutes les espèces de Vibrio qui sont
pathogènes pour les crevettes mais quelques unes seulement comme les Vibrio
cholerae, Vibrio alginolyticus, Vibrio anguillarum, Vibrio harveyi, Vibrio damsela, Vibrio
fluvialis, Vibrio parahaemolyticus et Vibrio vulnificus.
Les Vibrio sont des bactéries à gram négatif, aéro-anaérobies facultatifs.
L’annexe 5 donne quelques exemples de maladie des crevettes rencontrée
dans une ferme d’élevage.
8
PARTIE II: LA METHODOLOGIE
2.1. LE PRODUIT EPICIN
2.1.1. La description du produit
EPICIN est un produit de traitement biologique des bassins d’élevage produit
par Epicore Bionetworks Inc. Les bactéries qu’il contient exercent un effet probiotique
sur le milieu d’élevage. Il est formulé avec tous les microorganismes normaux et non-
pathogènes qui sont approuvés par la FDA (Food and Drug Administration) des USA et
l’USDA pour l’usage chez l’alimentation des animaux. Les microbes dans l’EPICIN
dérivent des sources normales et sont produits dans des conditions de commande de
qualité pour empêcher la contamination par les microorganismes pathogènes. Elles
sont fermentées sur une base naturellement dérivée d’hydrate de carbone, ce qui
donne au produit son aspect granulaire.
Le produit EPICIN est disponible sous différents types d’emballage [cf Photo 7
et 8] et il est emballé avec des stabilisateurs et des stimulants supplémentaires de
croissance.
2.1.2. Les éléments constitutifs
Les bactéries utilisées pour l’élaboration du produit EPICIN sont composées
principalement de bactéries hétérotrophes ou de mélange de bactéries hétérotrophes et
autotrophes dénitrifiantes.
Les genres de bactéries hétérotrophes communément utilisées dans la
formulation du probiotique sont les Bacilles et les Lactobacilles (bactérie gram +) mais
d’autres espèces peuvent être utilisées. Neuf espèces sont actuellement employées
pour la production de ce produit à effet probiotique. Ce sont les : Bacillus acidophilus,
Bacillus subtilis, Bacillus megaterium, Bacillus lechiniformis, Lactobacillus delbruckii,
Lactobacillus bulgaricus, Acetobacter xylinum, Saccharomyces cerevisae,
Saccharomyces boulardii. (Vijayaraghavan, 2004). Elles sont épurées et multipliées
Photo 8 : Produit EPICINPhoto 7 : Types d’emballages du produit EPICIN
(Source : Auteur, 2007 et nurturetech.net, 2007)
9
dans des fermenteurs puis traitées sous forme liquide ou sous forme de poudres
séchées à l’état végétatif ou de spore.
Des produits stabilisateurs et des stimulants supplémentaires de croissance sont
ajoutés aux bactéries avant son conditionnement.
2.1.3. Les facteurs limitant la croissance de ces bactéries
Comme pour le cas de la majorité des bactéries, les facteurs limitant sa
croissance sont le carbone et l’azote.
Les bactéries hétérotrophes sont des bactéries qui obtiennent principalement leur
nutrition des sources organiques. La source primaire de carbone pour ces bactéries est
les hydrates de carbone, tandis que les bactéries autotrophes peuvent utilisées le
carbone d’origine minérale tel que le CO2. Alors pour les hétérotrophes la principale
source de carbone disponible dans le bassin d’élevage est celle tirée de l’hydrate de
carbone des granulés. L’azote est typiquement obtenu à partir des protéines dans le
matériel organique consommé par les bactéries.
Comme les crevettes, les bactéries hétérotrophes excrètent l’ammoniaque comme sous
produit du métabolisme des protéines qu’elles consomment. Cependant, quelques
bactéries hétérotrophes peuvent utiliser l’ammoniaque directement comme source
alternative d’azote.
2.1.4. Le mode d’action
EPICIN élimine les déchets d’élevage, tels que l’ammoniaque, le nitrite, le
nitrate et le sulfure d’hydrogène.
En raison du codage génétique que possède les microbes dans l’EPICIN,
l’ammoniaque et le nitrite sont rapidement consommés sur un éventail d’états de pH, de
températures et de salinités. Les microorganismes utilisent les pertes de roulement
d’azote dans leurs processus métaboliques pour produire la protéine microbienne en
tant qu’élément de leur croissance et de leur reproduction.
Les microbes dans EPICIN établissent une culture bactérienne dans l’eau
d’élevage et suppriment ainsi la croissance des bactéries nocives, telles que les
espèces luminescentes de Vibrio. En outre, ces microbes sont capables d’excréter des
bactériostatiques normaux, appelés les bactocillines, qui repoussent les bactéries
nocives du milieu d’élevage. Les crevettes élevées seront donc saines et présenteront
une plus grande vitalité et une immunité à la maladie.
10
2.1.5. Le déroulement du nettoyage par les bactéries
Les granulés sont essentiellement composés d’au moins 35% de protéines. En
effet, ils ne contiennent pas beaucoup d’hydrate de carbone. Les bactéries exigent
environ 20 unités de carbone par unité de l’azote assimilée alors que les granulés ont
donné un rapport de C/N équivalent à 9 /1. De ce fait, la population bactérienne
n’augmentera qu’au-delà d’un certain point dû à la disponibilité limitée du carbone. A
cette condition, les bactéries n’éliminent qu’une petite quantité des déchets d’élevage.
Un apport en hydrate de carbone est donc nécessaire pour favoriser la
croissance des bactéries. D’où la nécessite de l’ajout du sucre ou de la mélasse en plus
de l’alimentation régulière, car la plus grande disponibilité du carbone permet à la
population bactérienne hétérotrophe de consommer un pourcentage plus élevé de la
protéine dans le matériel organique. Ceci a comme conséquence une digestion plus
complète du matériel organique dans l’étang.
2.1.6. La réactivation du produit EPICIN
Puisque le produit EPICIN est composé des bactéries qui se trouvent en état de
dormance (spore), il devrait passer par une phase de préparation avant son utilisation
dans les bassins d’élevage. C’est l’hydratation. L’hydratation permet d’activer les
bactéries dans l’EPICIN afin que ces dernières puissent se multiplier dans le bac
d’hydratation.
La procédure d’hydratation est le suivant :
♦ préparer un bac de grand volume équipé d’un bulleur ou d’un
aérateur ;
♦ remplir ce bac d’environ 250 litres d’eau du bassin d’élevage à traiter
et aérer avec le bulleur ;
♦ verser dans le bac les produits d’hydratation, qui sont la chaux, le
sucre ou mélasse et les granulés correspondant à l’aliment du cheptel
au moment du traitement ;
♦ ajouter par la suite le produit EPICIN et aérer fortement le mélange
durant 3 à 6 heures ;
♦ après cette durée, verser la mixture dans toute la partie du bassin à
traiter.
11
Photo 9 et 10 : Préparation du produit EPICIN (source : Auteur, 2007)
2.1.7. Le mode de traitement
Le traitement avec le produit EPICIN se fait du début jusqu’à la fin de l’élevage :
2 jours avant l’ensemencement, 30 jours après l’ensemencement, 60 jours après
l’ensemencement et puis tous les 15 jours jusqu’à la récolte.
Le tableau suivant montre la période du traitement avec la quantité des produits
utilisés :
Période du traitement
Epicin
(Kg)
Chaux
(Kg)
Sucre
(Kg)
Granulés
(Kg)
2 jours avant l’ensemencement
30 jours après l’ensemencement
60 jours après l’ensemencement
75 jours après l’ensemencement
90 jours après l’ensemencement
105 jours après l’ensemencement
120 jours après l’ensemencement
135 jours après l’ensemencement
150 jours après l’ensemencement
12
12
7.2
7.2
4.8
4.8
4.8
4.8
4.8
2.4
1.2
2.4
1.2
1.2
1.2
1.2
1.2
1.2
7.2
4.3
4.3
4.3
2.9
2.9
2.9
2.9
2.9
4.8
2.9
2.9
2.9
1.9
1.9
1.9
1.9
1.9
Tableau 2 : Période du traitement et quantité des produits
Remarque :
♦ Il ne faut pas oublier d’épandre 24 Kg de sucre dans le bassin 3 jours après
chaque traitement. Ce sucre est utilisé par les bactéries comme source de
carbone.
12
2.2. LA CONDUITE DE L’ELEVAGE
2.2.1. Les bassins d’élevage
2.2.1.1. La description des bassins
Trois bassins ont été retenus pour l’expérimentation avec le produit EPICIN et
quatre autres ont été choisis comme témoin [cf Annexe 1].
Bassin Superficie (Ha) Zone
Bassins
Tests I3 2.4 Zone 1
I8 2.4 Zone 1
I9 2.4 Zone 1
Bassins
Témoins
S18 5.3 Zone 2
S25 3 Zone 3
S30B 3 Zone 3
S34 3 Zone 3
Tableau 3 : Description des bassins
2.2.1.2. La préparation des bassins
La réussite d’un élevage réside dans la bonne préparation du bassin après la
récolte. La préparation durant l’intercycle doit être faite soigneusement.
Après la pêche, les bassins sont mis en assec durant 15 à 50 jours. Le labour, le
raclage, le talutage du fond et la pose des cadres aux moines d’entrée [cf photo 11] et
sortie sont effectués durant cette période d’assec. Il en est de même pour
l’amendement calcaire du sol [cf photo 12] et la chloration des moines d’entrée et les
flaques d’eau résiduelles.
Le sol est amendé avec de la chaux vive (CaO) ou de la chaux éteinte
(Ca(OH)2) pour une dose de 1.000 Kg/Ha (Protocole Aquamen, 2003). Cet
amendement a des fonctions multiples : accélérer la décomposition des matières
organiques, corriger le pH et enfin désinfecter le sol. Et pour éradiquer les prédateurs,
Photo 11: Moine d’entrée
Photo 12 : Amendement calcaire
(Source : Auteur, 2007)
13
les compétiteurs ainsi que leurs œufs, une solution d’hypochlorite de calcium à 300
ppm est versée au niveau des moines d’entrée et sur les flaques résiduelles. Le fond
est par la suite rincé par un grand courant d’eau pour enlever les restes d’animaux, les
débris et pour éliminer l’effet des produits chimiques.
Au cours du remplissage du bassin, 100 Kg/Ha de carbonate de calcium
(CaCO3) ou de la dolomie (CaMgCO3) sont versées au niveau du moine d’entrée pour
établir l’équilibre du pH.
2.2.2. La densité d’élevage
La densité d’élevage appliquée pour chaque bassin est montrée dans le tableau
suivant :
Bassin Densité (ind/m2
)
I3 21.9
I8 21.9
I9 22
S18 21.8
S25 22
S30B 22.4
S34 21.7
Tableau 4: densité d’élevage
Ind/m
2
: individus par mètre carré
2.2.3. L’ensemencement
L’ensemencement des juvéniles dans les bassins de grossissement se fait à
partir de 11 novembre 2006 jusqu’au 19 décembre 2006. Le nombre des juvéniles
ensemencés ainsi que leurs poids moyens sont montrés dans le tableau qui suit :
Bassin
Nombre de
juvéniles
Poids moyen
(g)
I3 526 446 0.22
I8 526 680 0.82
I9 528 126 0.63
S18 1 153 615 0.19
S25 660 267 0.31
S30B 673 291 0.29
S34 650 435 0.22
Tableau 5 : Nombre et poids moyens des juvéniles
14
2.2.4. L’alimentation
2.2.4.1. Le type d’aliment
Outre la production naturelle qui se trouve dans les bassins, les crevettes
d’élevage sont alimentées par des granulés spécifiquement fabriqués dans ce but
(Avalle et al., 2003). Ces granulés ont une composition qui varie suivant l’espèce et
l’âge (ou le poids) de la crevette.
Trois types de granulés ont été utilisés durant l’élevage : les granulés Maurice
(LFL), les granulés Taïwan (Green Label) et les granulés Tiko (VDS). Les
caractéristiques de chacun de ces aliments sont montrées dans l’annexe 2.
2.2.4.2. La ration journalière
La ration journalière est calculée à partir de la biomasse et d’une table de taux
de nutrition théorique [cf Annexe 3]
RT: ration théorique en Kg
B : biomasse en Kg
TNT : taux de nutrition théorique en %
Au cours du premier mois d’élevage, les juvéniles sont nourris avec un taux de
nutrition fixe équivalent à 15 à 20 % de la biomasse. Mais à partir de 3 grammes de
poids moyen, la quantité d’aliment distribué est ajustée en fonction des résultats des
mangeoires.
2.2.4.3. La fréquence et les horaires de distribution
Le nombre de distribution varie de 2 à 5 fois par jour selon la quantité d’aliment
à distribuer.
TNTBRT ×=
Photo 13 : Sac de granulés pour les crevettes
(Source : Auteur, 2007)
15
Quantité d’aliment
(kg)
Nombre de
distribution
< 30 2
]30 à 120] 3
]120 à 150] 4
> 150 5
Tableau 6 : Nombre de distribution d’aliment
Par conséquent, les horaires de distribution seront à 6h00, 9h00, 11h00, 14h00,
17h00 et à 20h00. Le tableau suivant montre les horaires de distribution d’aliment et le
pourcentage de la ration en fonction du nombre de distribution.
Nombre de distribution 6h00 9h00 11h00 14h00 17h00 20h00
2 50% 50%
3 40% 30% 30%
4 30% 20% 30% 20%
5 20% 15% 15% 30% 20%
Tableau 7 : Horaire de distribution et pourcentage de la ration
2.2.5. La gestion de l’eau
2.2.5.1. Les renouvellements d’eau
Ils sont calculés en fonctions de la biomasse de crevettes dans le bassin et de
plusieurs critères, tels que l’oxygène dissous, la qualité du phytoplancton et la turbidité.
Le changement d’eau est au niveau du moine d’entrée d’eau, en tête du bassin. Cet
ouvrage est équipé de grillages en plastique ou en netlon à mailles fines (de 2 à 9 mm)
afin de filtrer l’eau qui entre pour éviter l’introduction de prédateurs dans le bassin.
La particularité de ce type d’élevage est de minimiser le changement d’eau. Le
renouvellement d’eau ne s’effectue qu’une seule fois par semaine (7 jours après le
traitement) et ceci à raison de 6 à 30% du volume total.
2.2.5.2. L’aération
Chaque bassin est équipé d’aérateurs de type paddle – wheel [cf Photo 14].
Leur puissance est de 7 CV au total pour le bassin n°1 et 4 CV de chaque pour les
bassins n°2 et n°3. Ces aérateurs fonctionnent 24 h eures sur 24 pour les bassins
expérimentaux, tandis que pour les autres bassins leur durée de marche varie en
fonction du poids moyen du cheptel.
16
Photo 14 : Aérateur de type paddle
Wheel (source : Auteur, 2007)
2.2.5.3. La fertilisation
Pour le développement du phytoplancton dans un bassin, il faut pratiquer des
fertilisations qui sont soit organiques, soit inorganiques.
Deux sortes d’engrais sont utilisés pour la fertilisation de base des bassins : de
l’engrais minéral (l’urée et le triple superphosphate) et de l’engrais organique (le son de
riz). Cet engrais minéral permet de démarrer rapidement la production naturelle du
milieu mais son action se dissipe très vite. Par contre, l’engrais organique a une action
lente mais prolongée dans le temps. Il sert de relais à l’engrais minéral.
Le dosage appliqué pour ces engrais est de 30 Kg/Ha pour l’urée, 8 Kg/Ha pour
le triple superphosphate ou le TSP et 100 Kg/Ha pour le son de riz (Protocole
Aquamen, 2003).
Pour la fertilisation d’entretien, qui se fait généralement une journée après le
traitement, le dosage utilisé est de 5 Kg/Ha pour l’urée et 1Kg/Ha pour le TSP.
2.2.5.4. L’amendement
L’amendement d’entretien se fait lorsque le pourcentage des crevettes avec
des branchies sales est élevé ou bien lorsque le fond se détériore, et ceci à raison de
100 à 160 Kg/Ha de chaux vive ou de chaux éteinte ou du carbonate de calcium ou de
la dolomie.
2.2.5.5. La mesure des paramètres physico-chimiques
Durant l’élevage, plusieurs paramètres de l’eau sont contrôlés dans le but de
vérifier les seuils critiques qui surviennent le matin ou le soir. Ces paramètres sont
l’oxygène dissous, la température, la salinité et la turbidité.
17
a. L’oxygène dissous et la température
La mesure de l’oxygène dissous et de la température se fait tous les deux jours
avec un appareil combiné de marque WTW Oxical 330i. L’heure du prélèvement est à
4h00 le matin et à 15h00 l’après-midi.
b. La salinité
La valeur de la salinité est également prise tous les deux jours avec un
réfractomètre de poche de marque ATAGO. Le prélèvement est effectué à 15 heures.
c. La turbidité
Le prélèvement de la turbidité se fait quotidiennement (à 15 h) avec un disque
de Secchi.
2.2.6. L’expertise, l’échantillonnage et le dénombrement
2.2.6.1. L’expertise
L’expertise permet de vérifier l’état sanitaire des crevettes, c’est-à-dire l’état des
branchies, la présence des nécroses, des cicatrices, des infections, … et de déterminer
les périodes de mues. Il s'opère trois fois par semaine.
2.2.6.2. L’échantillonnage
L’échantillonnage, par contre, permet de faire le contrôle de la croissance du
cheptel. La capture se fait avec une senne de mailles de 1 mm pour les crevettes de
moins de 3 grammes et avec un filet épervier de mailles de 4 à 8 mm pour les crevettes
de plus de 3 grammes [cf Photo 15 et 16]. Les crevettes capturées sont pesées
directement sur les bords du bassin puis comptées et remises dans l’eau. Le poids
moyen des crevettes sera obtenu en divisant le poids net de la capture par leur nombre.
Il suffit de soustraire le nouveau poids moyen avec celui de la semaine dernière pour
avoir la croissance ou le gain de poids de la semaine. Ce nouveau poids moyen sert à
calculer la biomasse en le multipliant par le nombre estimé des crevettes dans le
bassin.
18
Photo 15 et 16 : Echantillonnage des crevettes (source : Auteur, 2007)
2.2.6.3. Le dénombrement
Le dénombrement sert à estimer la densité des crevettes restantes dans un
bassin au cours de l’élevage (Avalle et al. ; 2003). Il permet aussi d’avoir un aperçu sur
la répartition des crevettes dans le bassin.
La méthode employée consiste premièrement à lancer un filet épervier dont la
surface est connue et deuxièmement à compter les crevettes capturées.
Le relâchement des crevettes après le comptage devrait être fait dans le sens
opposé à la nouvelle station pour éviter de recapturer les mêmes crevettes.
Il faut calculer par la suite les points caractéristiques suivants :
- La moyenne des captures
MC : moyenne des captures
- La densité estimative
d : densité estimative
s : ouverture du filet
- L’effectif de la population
N : effectif de la population
S : surface total du bassin
capturesdesnombre
crevettesdestotalnombre
MC =
s
capturesdesmoyenne
d =
SdN ×=
19
- La survie
SRV : survie
Ni : nombre initial des crevettes
- La biomasse
Pm : poids moyen des crevettes
2.3. LE TRAITEMENT STATISTIQUE DES DONNEES
2.3.1. L’analyse de variance ou ANOVA
L’analyse des variances consiste à une comparaison simultanée de plusieurs
moyennes. Ce test sera utilisé pour savoir si dans l’ensemble, le poids moyen des
crevettes dans le bassin traité avec le produit EPICIN diffère de celui des crevettes
élevées selon la méthode habituelle.
Deux types de variances sont déterminés pour la comparaison, une variance
intergroupe mettant en évidence les fluctuations d’un groupe à l’autre et une variance
intragroupe représentant les fluctuations individuelles qui se produisent à l’intérieur d’un
groupe.
- La variance intragroupe
Pour définir la variance intragroupe, on fait l’hypothèse que :
Ho : hypothèse nulle : La différence observée sur les poids moyens des crevettes
entre les différents bassins n’est pas significative.
H1 : hypothèse alternative : la différence observée sur les poids moyens est
significative. Donc le produit Epicin accélère la croissance des crevettes.
La variance intragroupe ou la variance résiduelle est donnée par la formule :
- La variance intergroupe
La variance intergroupe ou variance factorielle est définie comme suit :
100×=
iN
N
SRV
PmNB ×=
kN
mxmx k
ragroupe
−
−++−
=
∑ ∑ 22
12
int
)(...)(
σ
20
Après avoir calculé la variance intragroupe et la variance intergroupe, on établit le
rapport suivant :
Si F<1, on peut conclure d’emblée que les moyennes ne diffèrent pas significativement.
Si F>1, alors on calcule ou on recherche dans la table de SNEDECOR au seuil de 5%,
par exemple, à l’intersection de la colonne υ = k – 1 et de la ligne υ = N - k la valeur de
Fs.
Si F > Fs, alors les moyennes diffèrent significativement dans leur ensemble au seuil de
5%.
1
)( 2
2
int
−
−
=
∑
k
Mmn ii
ergroupeσ
ragroupeiance
ergroupeiance
F érimental
intvar
intvar
exp =
21
Fig 3: Les paramètres physico-chimiques du bassin I3
0
3
6
9
12
15
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21 22 23 24
Semaine
O2D(ppm)
0
5
10
15
20
25
30
35
40
T°CetS%
Omin Omax Tmin Tmax S%
0
3
6
9
12
15
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21 22 23 24
Semaine
O2D(ppm) 0
5
10
15
20
25
30
35
40
T°CetS%
Omin Omax Tmin Tmax S%
Fig 4: Les paramètres physico-chimiques du bassin I8
Fig 5: Les paramètres physico-chimiques du bassin I9
0
3
6
9
12
15
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21 22 23 24
Semaine
O2D(ppm)
0
5
10
15
20
25
30
35
40
T°CetS%
Omin Omax Tmin Tmax S%
0
3
6
9
12
15
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21 22 23 24
Semaine
O2D(ppm)
0
5
10
15
20
25
30
35
40
T°CetS%
Omin Omax Tmin Tmax S%
Fig 6: Les paramètres physico-chimiques du bassin S18
0
3
6
9
12
15
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21 22 23 24
Semaine
O2D(ppm)
0
5
10
15
20
25
30
35
40
T°CetS%
Omin Omax Tmin Tmax S%
Fig 7: Les paramètres physico-chimiques du bassin S25
0
3
6
9
12
15
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21 22 23 24
Semaine
O2D(ppm)
0
5
10
15
20
25
30
35
40
T°CetS%
Omin Omax Tmin Tmax S%
Fig 8: Les paramètres physico-chimiques du bassin S30B
0
3
6
9
12
15
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21 22 23 24
Semaine
O2D(ppm)
0
5
10
15
20
25
30
35
40
T°CetS%
Omin Omax Tmin Tmax S%
Fig 9: Les paramètres physico-chimiques du bassin S34
Oxygène minimum (ppm)
Oxygène maximum (ppm)
Température minimale (°C)
Température maximale (°C)
Salinité (%o)
Légende :
PARTIE III: LES RESULTATS ET INTERPRETATIONS
3.1. LES PARAMETRES PHYSICO-CHIMIQUES
Les 7 figures suivantes montrent les résultats des différents paramètres
physico-chimiques mesurés sur les bassins d’élevage des crevettes au cours de
l’étude. Ces paramètres sont la salinité, la température, l’oxygène dissous, la
température et la turbidité. Mais faute de matériel, nous n’avons pas pu obtenir des
résultats concernant le pH de l’eau.
22
3.1.1. La salinité
En observant les courbes de la salinité, on constate qu’elles sont de même
allure pour tous les bassins d’élevage. En outre, on remarque un abaissement de la
valeur du début de l’élevage (novembre, décembre) au mi-février puis la valeur reste
constante pendant un certain moment et continue à remonter progressivement après.
La valeur moyenne hebdomadaire observée pour chaque bassin est
respectivement de 4 à 38 ppt (I3), 6 à 32 ppt (I8), 5 à 32 ppt (I9), 3 à 39 ppt (S18), 4 à
29 ppt (S25), 2 à 30 ppt (S30B) et de 4 à 32 ppt pour S34.
La valeur moyenne minimale de la salinité observée au sein de la ferme est
donc de 2 ppt tandis que la valeur maximale est de 39 ppt. Cette valeur minimale est
atteinte pendant la saison de pluie. Durant cette saison l’eau du fleuve devient douce à
cause de l’écoulement trop importante de l’eau continentale. Par contre, pendant la
saison chaude, on constate une augmentation de la salinité et elle atteint sa valeur
maximale au mois d’octobre à novembre. Pendant la période sèche, l’eau du fleuve
n’arrive pas à tamponner l’eau de mer puis sous l’action du soleil, l’évaporation se
produit. D’où, cette remontée de la salinité. Selon Claude ALZIEU (1989), la salinité
des eaux fluctue dans de très grandes proportions dans les zones côtières et
estuariennes en raison des apports d’eau douce, variable selon le débit des fleuves et
les mouvements de la marée.
Même dans la ferme, la variation de la salinité n’est pas la même pour tous les
bassins. Les bassins proches de la station de pompage sont affectés directement par le
changement de la salinité, alors que pour les bassins qui se trouvent un peu plus
éloigné de la station, on constate un certain retard.
3.1.2. La température
Pour la température, les valeurs observées sont toutes supérieures à 25°C.
L’amplitude de variation journalière se situe entre 0.6°C et 3°C.
Pour les bassins expérimentaux, la température matinale varie entre 28.4°C à 32°C
(I3), 25.2°C à 31.7°C (I8) et de 25.5°C à 31.8°C (I 9). Dans les bassins témoins, elle
varie entre 28.6°C à 32°C (S18), 27.7 °C à 31.5°C ( S25), 27.1°C à 31.3°C (S30B) et
entre 25.2°C à 31°C (S30). Concernant la températur e maximale ou la température de
l’après-midi, les valeurs sont comprises entre 26°C et 36°C.
La température est un des facteurs environnementaux les plus importants pour
tous les organismes aquatiques puisqu’elle agit sur l’oxygénation des eaux, la
productivité primaire source de nourriture pour l’élevage, la reproduction et la
23
croissance des espèces. Lorsque la température de l’eau d’élevage s’éloigne de
l’optimum, la croissance du cheptel est si lente que la durée d’élevage devenue trop
longue compromet la rentabilité (Barnabé, 1991).
3.1.3. L’oxygène dissous
Parmi les gaz dissous, l’oxygène est celui qui joue le rôle le plus important pour
la qualité biotique des eaux d’élevage. Il est utile à la respiration des organismes,
facilite la dégradation des matières organiques détritiques et l’accomplissement des
cycles biochimiques.
La valeur matinale de l’oxygène dissous oscille autours de 3 à 4 ppm pour
chaque bassin d’élevage. Mais quelque fois, elle atteint jusqu’à 6 à 8 ppm et peut
descendre jusqu’à 1.7 ppm. L’après-midi, l’oxygène dissous varie entre 4.9 à 13.4 ppm.
L’oxygène présent dans le bassins provient de trois sources : l’oxygène produit par le
phytoplancton durant la photosynthèse, la diffusion de l’oxygène atmosphérique et enfin
l’oxygène produit par les aérateurs de type paddle-wheel.
La valeur de l’oxygène dissous atteint son maximum lorsque les trois sources
atteignent toutes ses valeurs maximales. Dans le cas contraire, le taux d’oxygène
dissous baisse. Nombreux sont les facteurs qui peuvent provoquer cette baisse : soit la
faible production du phytoplancton due au temps nuageux ou la présence élevée des
matières organiques ou des sédiments terrigènes, soit la faible densité du
phytoplancton (eau claire), soit l’augmentation de la DBO pour la décomposition des
matières organiques, telles que les phytoplancton, les restes des granulés, les cadavres
de crevettes ou d’autres animaux qui se trouvent dans les bassins par les nombreux
microorganismes habitant la colonne d’eau ou les substrats.
Il faudra donc, vérifier rigoureusement les valeurs de l’oxygène dissous pour
éviter l’asphyxie des crevettes.
3.1.4. La turbidité
La turbidité de l’eau des bassins d’élevage varie entre 15 à 105 cm durant
l’élevage.
La turbidité des eaux est due à la présence des solides en suspension
constituées par des particules minérales et organiques d’origine détritique, ainsi que par
des organismes phytoplanctoniques et zooplanctoniques.
24
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21 22 23 24
semaine
survie(%)
0
2
4
6
8
10
12
14
16
18
20
22
24
gaindepoids(g)
srv I3 gp I3
Fig 10: la survie et le gain de poids hebdomadaire des crevettes dans le bassin I3
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21 22 23 24
semaine
survie(%)
0
2
4
6
8
10
12
14
16
18
gaindepoids(g)
srv I8 gp I8
Fig 11: la survie et le gain de poids hebdomadaire des crevettes dans le bassin I8
La turbidité modifie quantitativement et qualitativement la pénétration de la
lumière dans l’eau ; elle diminue l’activité photosynthétique dans la couche euphotique,
c’est-à-dire la production de phytoplancton.
En somme, les valeurs de ces différents paramètres physico-chimiques sont
favorables à l’élevage de crevettes malgré les quelques variations observées au cours
de l’élevage. Les valeurs moyennes des paramètres physico-chimiques relevés durant
l’élevage sont les suivantes : pour l’oxygène dissous, la valeur est aux environs de 4
ppm le matin et aux environs de 9 à 10 ppm l’après-midi. Pour la température, elle
oscille autour de 29°C le matin et de 32°C l’après- midi. Et la moyenne de la salinité tout
au long de l’élevage est de 19 ppt. Or selon la FAO (1991), les valeurs optimales pour
l’élevage des crevettes sont de 29°C pour la tempér ature, 25 à 50 cm pour le Secchi,
20 ppt pour la salinité, 8.2 pour le pH et la saturation pour l’oxygène dissous.
3.2. LA CROISSANCE ET LA SURVIE DES CREVETTES D’ELEVAGE
3.2.1. Dans les bassins expérimentaux
Les figures suivantes montrent les résultats de la croissance des crevettes
ainsi que leur survie dans les trois bassins expérimentaux.
25
D’après ces 3 figures, on constate que le gain de poids du bassin I3 est
largement supérieur par rapport à celui de deux autres bassins. Ce décalage est
observé à partir de la seizième semaine d’élevage. Du 1er
au 16e
semaine, la
croissance des crevettes dans les 3 bassins d’élevage est à peu près la même. Du 16e
au 21e
semaine d’élevage, la croissance hebdomadaire des crevettes du bassin I3 varie
de 1 à 3 g. Alors que pour les deux autres bassins, elle est de 0 à 1 g. D’où cette large
différence de la courbe.
Pour les bassins I3, I8 et I9, le gain de poids obtenu en 24 semaines d’élevage
est respectivement de 22.98 g avec 65% de mortalité, 15.78 g avec 27% de mortalité et
16.77 g avec 33% de mortalité.
Ce gain de poids de 22.98 g peut être expliqué par le fait que, dans ce bassin la
mortalité est très élevée. Donc, il n’y aura pas de problème de compétition entre le
cheptel, c’est-à-dire la compétition pour la nourriture, la place disponible et la
disponibilité en oxygène. Plus le nombre du cheptel est moindre, plus le problème lié
aux facteurs environnementaux sera minime. Les crevettes seront donc à leur aise
dans son environnement. Ceci explique leur croissance rapide. Par contre, dans les
deux autres bassins, la croissance des crevettes est à peu près identique et la survie
finale est proche l’une de l’autre. Dans ces deux bassins, la compétition entre les
crevettes est très forte, car la survie reste élevée durant l’élevage. En plus, la présence
d’autres espèces animales, telles que les crevettes Penaeus indicus, les crabes, les
poissons (…) dans les bassins rend encore la lutte très acharnée.
3.2.2. Dans les bassins témoins
Les quatre figures suivantes par contre, représentent la survie et la croissance
hebdomadaire des crevettes dans les bassins témoins.
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21 22 23 24
semaine
survie(%)
0
2
4
6
8
10
12
14
16
18
gaindepoids(g)
srv I9 gp I9
Fig 12: la survie et le gain de poids hebdomadaire des crevettes dans le bassin I9
26
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21 22 23 24
semaine
survie(%)
0
2
4
6
8
10
12
14
16
gaindepoids(g)
srv S18 gp S18
Fig 13: La survie et le gain de poids hebdomadaire des crevettes dans le bassin 18
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21 22 23 24
semaine
survie(%)
0
2
4
6
8
10
12
14
16
gaindepoids(g)
srv S25 gp S25
Fig 14: La survie et le gain de poids hebdomadaire des crevettes dans le bassin S25
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21 22 23 24
semaine
survie(%)
0
2
4
6
8
10
12
14
16 gaindepoids(g)
srv S30B gp S30B
Fig 15: La survie et le gain de poids hebdomadaire des crevettes dans le bassin S30B
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21 22 23 24
semaine
survie(%)
0
2
4
6
8
10
12
14
16
18
gaindepoids(g)
srv S34 gp S34
Fig 16: La survie et le gain de poids hebdomadaire des crevettes dans le bassin S34
27
En observant ces figures, on remarque directement que les gains de poids des
crevettes à la fin de l’étude sont tous inférieurs à 16 g sauf pour le bassin S 34. Dans ce
dernier, la mortalité est très élevée, car elle a atteint jusqu’à 70% à la fin de l’étude.
Alors que les autres bassins ont une survie supérieure à 60%.
Le gain de poids final des crevettes dans les bassins témoins durant la même durée
d’élevage est de 13.71g (S18), 14.19g (S25), 15.01g (S30B) et 16.08g (S34).
Dans les bassins témoins, la croissance du cheptel ne présente pas de grande
variation comme dans le cas des bassins expérimentaux. Mais par contre, la courbe de
croissance des crevettes dans chaque bassin diffère l’une de l’autre. Certain bassin a
mis beaucoup de temps pour accroître et le gain de poids hebdomadaire est très faible.
Durant les 12 premières semaines, le poids moyen obtenu est de 0.1g à 0.9g.
Dans le bassin S18 et S25, la croissance des crevettes est très faible à partir
de la 18ème
semaine et le poids moyen reste stationnaire pour ces deux bassins. Cet
arrêt de croissance peut être lié au stress du cheptel dû au changement de son milieu
environnant, plus précisément la turbidité de l’eau d’élevage.
La croissance des crevettes dans les bassins témoins est donc moindre par
rapport à celle des bassins expérimentaux. Deux hypothèses peuvent être avancées
pour expliquer cette différence. Soit, Le produit EPICIN a peut-être fait son travail
d’améliorer le milieu d’élevage et facilite ainsi la croissance des crevettes dans les
bassins expérimentaux. Soit cette différence est peut-être due aux dimensions des
bassins d’élevage, car il ne faut pas oublier que les bassins expérimentaux sont plus
petits que les bassins témoins. Et même si les densités d’élevage sont toutes au
voisinage de 22 individus/m2, la conduite de l’élevage est plus facile dans le petit
bassin que dans le grand bassin. Dans le grand bassin, la gestion de l’aliment est
difficile, car lors de la distribution, on a tendance à bien répartir l’aliment dans toute la
partie du bassin alors que la répartition des crevettes n’est pas homogène dans le
bassin. L’aliment distribué dans les zones inhabitées est donc une perte pour l’élevage
et réduisant ainsi la ration des crevettes. La croissance du cheptel est ralentit.
3.2.3. Les causes de la mortalité du cheptel
Dans la ferme une baisse de la survie de 1% par semaine est acceptée. Les
facteurs conduisant à la mortalité du cheptel sont la variation des facteurs
environnementaux, la présence des prédateurs dans les bassins d’élevage, tels que les
28
poissons carnivores, les crabes, les crevettes elles-mêmes par cannibalisme ou à
l’extérieur (les oiseaux).
Photo 19, 20 et 21 : crevettes victimes de cannibalisme (source : Voriasy, 2004)
D’après Luc Della Patrona (2005), la survie finale des crevettes en élevage
dépend de la qualité des post-larves produites en écloserie. Elle dépend aussi de la
saison d’ensemencement des post-larves, de la densité de mise en charge, de l’état du
fond du bassin. Et il ne faut pas oublier le plus important, l’alimentation. Mais l’utilisation
d’un aliment composé ne suffit pas pour obtenir des résultats corrects en terme de
croissance et de survie, pour cela différents facteurs rentrent en jeu, tels que : la
formulation de l’aliment et la qualité des ingrédients, la méthode de fabrication et les
caractéristiques physiques du granulé, la manipulation et le stockage, la méthode et le
régime de distribution et enfin l’environnement aquatique et la production naturelle
(Avalle et al., 2003).
D’après les résultats de la croissance et la survie des crevettes, on a pu
constater que le bassin I3 et S25 a la plus faible valeur qui est respectivement de 35%
et 30%. Cette forte perte est généralement due à la détérioration du fond du bassin et
au manque d’oxygène. Par exemple dans le bassin I3, des boues noirâtres avec une
A : Crevette à péréiopodes
coupés par cannibalisme
B : Crevette morte à la suite d’un cannibalisme
A B
Photo 17 : Poissons dans le bassin
Photo 18 : Crabe Scylla serrata
(Source : Auteur, 2007)
29
Photo 22 : Lab-lab
(Source : Auteur, 2007)
odeur nauséabonde sont observées sur le fond du bassin et des masses gluantes de
couleur verte flottent à la surface, surtout sur les extrémités du bassin. Cette masse est
nommée « lab lab » [cf Photo 22]. Elle empêche la pénétration de la lumière solaire et
l’échange avec l’atmosphère. Ce qui provoque une diminution de la teneur en oxygène
dissous.
Plusieurs des résidus de la culture de crevette
s’accumulent sur le fond du bassin. Cette
accumulation a plusieurs effets néfastes sur la
crevette et l’opération de l’étang. Ce sédiment
devient anoxique (manque en oxygène), et contient
des substances toxiques, telles que l’ammoniaque,
le nitrite et le sulfure d’hydrogène.
Les crevettes tendent à éviter ces secteurs souillés
et se rassemblent dans des secteurs plus propres. Le rassemblement réduit le secteur
pour l’alimentation, qui augmente la concurrence pour la nourriture et augmente
également la densité. Si le fond entier du bassin est couvert par le sédiment toxique, les
crevettes sont forcées de vivre là-dessus. Dans cet environnement, la crevette souffrira.
Une grande quantité de sédiment toxique diminuera également la qualité de l’eau.
Le fond et l’eau du bassin de qualité inférieure causent des effets à court et à long
terme sur la crevette. L’effet à court terme est la mortalité en masse, tandis que l’effet à
long terme est l’effort accru, qui cause la réduction de l’alimentation et du taux de
croissance et la plus grande susceptibilité aux maladies infectieuses.
3.3. L’ALIMENTATION ET L’INDICE DE CONVERSION
L’indice de conversion exprime la quantité d’aliment nécessaire à la production
de biomasse de crevettes. La rentabilité de la production est directement liée au taux de
conversion final puisque l’aliment intervient pour 35 à 40 % dans le coût de production
des crevettes (Avalle et al., 2003).
Le tableau suivant donne les résultats de l’indice de conversion par semaine
pour chaque bassin et l’indice de conversion cumulé.
L’indice de conversion par semaine est le rapport entre l’aliment consommé
durant la semaine et la biomasse obtenue durant cette même semaine. Alors que
l’indice de conversion cumulé est le rapport entre l’aliment total consommé durant
l’élevage et la biomasse actuelle des crevettes dans le bassin.
30
semaine
I3 I8 I9 S18 S25 S30B S34
Sem Cum Sem Cum Sem Cum Sem Cum Sem Cum Sem Cum Sem Cum
1 1,33 1,33 0,07 1,80 0,21 2,64 0,50 0,26 0,38 0,66 0,15 0,15 0,33 0,33
2 0,88 1,60 0,37 1,37 0,30 1,66 1,11 0,45 2,68 0,91 0,81 1,28 0,46 0,90
3 1,10 1,39 0,58 1,11 0,50 1,22 0,86 0,56 1,11 0,97 2,28 1,49 2,41 1,12
4 0,78 1,14 2,29 1,22 0,71 1,09 0,37 0,48 0,39 0,69 6,33 1,93 10 1,57
5 1,45 1,20 0,79 1,12 6,53 1,26 0,63 0,73 0,56 0,65 1,44 1,77 1,83 1,68
6 1,60 1,28 1,30 1,15 0,88 1,16 0,60 0,68 10 0,87 1,87 1,64 2,27 1,78
7 1,82 1,38 0,76 1,07 1,01 1,13 0,88 0,71 1,89 1,00 3,03 1,97 2,13 1,85
8 2,00 1,25 1,17 1,09 3,91 1,28 1,39 0,79 1,18 1,04 3,07 2,16 4,09 2,07
9 2,04 1,33 1,89 1,18 1,20 1,27 3,15 0,90 2,52 1,17 3,31 2,32 2,79 2,17
10 10 1,51 10 1,48 2,51 1,41 2,51 1,02 1,54 1,23 2,87 2,41 10 2,61
11 2,23 1,59 3,45 1,69 9,18 1,68 0,76 0,96 1,77 1,30 9,74 2,78 3,66 2,74
12 1,20 1,55 2,29 1,78 1,80 1,69 1,83 1,05 1,94 1,37 2,02 2,58 1,68 2,53
13 1,22 1,52 3,41 1,92 4,35 1,85 1,16 1,07 2,64 1,49 2,35 2,54 2,24 2,49
14 1,81 1,54 1,57 1,86 4,05 1,98 0,98 1,05 7,95 1,69 1,98 2,44 5,72 2,65
15 2,54 1,63 2,27 1,90 9,38 2,19 8,48 1,24 3,75 1,83 1,58 2,29 10 2,92
16 3,14 1,74 2,62 1,93 1,23 2,11 3,44 1,39 3,17 1,92 2,25 2,28 0,57 2,72
17 1,31 1,69 2,59 1,96 10 2,20 1,86 1,44 1,98 1,93 1,45 2,18 0,56 2,55
18 6,06 1,82 10 2,05 4,84 2,26 0,86 1,32 10 2,07 0,61 2,09 0,84 2,47
19 4,85 1,92 10 2,32 3,23 2,33 10 1,53 10 2,35 2,98 2,10 10 2,58
20 1,57 1,89 3,24 2,36 3,18 2,37 2,08 1,57 10 2,60 0,79 2,04 20 2,84
21 10 2,24 20 2,52 4,99 2,45 10 1,69 10 2,72 10 2,15 20 3,14
22 10 2,82 5,20 2,62 3,32 2,50 10 1,75 10 2,79 20 2,30 20 3,61
23 10 3,42 4,11 2,70 20 2,70 10 1,82 10 2,93 3,96 2,35 20 4,46
24 4,60 3,49 13 2,88 8,14 2,86 10 1,96 20 3,03 20 2,49 20 5,56
Tableau 8 : Indice de conversion hebdomadaire et cumulé durant l’élevage
Les indices de conversion obtenus pour les 7 bassins d’élevage (I3, I8, I9, S18,
S25, S30B, S34) sont respectivement de 3.49, 2.88, 2.86, 1.96, 3.03, 2.49, 5.56.
D’après ces résultats, on constate que, seul le bassin S18 a l’indice de conversion
inférieur à 2. Or d’après les auteurs cités ci-dessus, si l’indice de conversion dépasse
2.5, la rentabilité devient aléatoire.
Plusieurs hypothèses peuvent être avancées pour expliquer ces valeurs
élevées de l’indice de conversion :
- La mauvaise estimation de la biomasse actuelle des crevettes dans le bassin ;
- La présence des compétiteurs dans le bassin d’élevage qui consomment les
granulés mis dans les mangeoires et faussent ainsi les résultats obtenus ;
- La mauvaise gestion de l’alimentation vis-à-vis des facteurs environnementaux et
de la mue ;
- Quand les crevettes disposent à la fois de nourriture naturelle (proies vivantes,
végétation, dérivés organiques divers) et de granulés, il est difficile d’estimer la
quantité de granulés qu’il convient de distribuer (d’autant plus que l’on connaît
31
mal la biomasse des animaux d’élevage) ; il est plus difficile encore de
déterminer la composition théorique idéale de l’aliment qui sert de complément à
la nourriture naturelle (IFREMER, 1988).
3.4. LA COMPARAISON DES RESULTATS OBTENUS
Comme nous l’avons avancé précédemment, cette étude a pour objectif
d’améliorer les conditions de vie des crevettes d’élevage, afin d’améliorer les
rendements. Plusieurs données seront comparées ci-après pour pouvoir tirer une
conclusion sur le traitement effectué.
3.4.1. Le poids moyen
D’après la figure 18, on peut en déduire que la croissance est meilleure pour
les bassins traités avec le produit EPICIN.
Mais pour vérifier scientifiquement si la différence entre des poids moyens des
crevettes obtenus dans les 7 bassins d’élevage est significative ou non, une analyse
statistique a été faite. Cette analyse n’est autre que l’analyse de variance de Fisher ou
l’ANOVA (Analysis Of Variance).
Figure 18 : Histogramme du gain de poids et de la survie des crevettes
Le tableau 9 donne le résultat des poids moyens final dans les bassins traités et
non traités avec le produit Epicin. A partir de ces données sont tirées la variance
intragroupe et la variance intergroupe permettant de comparer les deux types de
bassins.
22,98
35
15,78
73
16,77
67
13,71
76
14,19
60
15,01
67
16,08
30
0
10
20
30
40
50
60
70
80
I3 I8 I9 S18 S25 S30B S34
poids moyen (g) survie (%)
32
Bassins traités
Bassins non
traités
Ni : nombre de
résultats
3 4 Ni= 7
Poids moyens (g)
22.98
15.78
16.77
13.71
14.19
15.01
16.08
mi : moyenne 18.51 14.75
Tableau 9 : Résultats de l’élevage
Fexp = 24.72 / 6.74 = 3.67
61.61
5 =F
Fs au seuil de 5% est 6.61
Fexp < Fs au seuil de 5%.
Au seuil de 5%, on peut affirmer que les poids moyens des crevettes ne
diffèrent pas significativement dans leur ensemble. A partir de ce résultat, on pourra
conclure que les poids moyens des crevettes obtenus selon les deux modes d’élevage
sont statistiquement identiques. Comme si les crevettes sont élevées dans les mêmes
conditions d’élevage.
3.4.2. Les intrants consommés
Après avoir comparé les poids moyens de crevettes, nous allons maintenant
confronter les intrants consommés par chacun des bassins durant les 24 semaines
d’élevage. Ces intrants ne sont autres que la chaux, les fertilisants minéraux et
organiques, les produits de traitement (TSC, EPICIN,…) et les granulés.
74.6
27
23.346.302
int =
−
+
=ragroupeσ
72.24
12
72.242
int =
−
=ergroupeσ
33
BASSINS TRAITÉS BASSINS TÉMOINS
I3 I8 I9 M(Kg/ha) S18 S25 S30B S34 M(Kg/ha)
Chaux
Dolomie 240 240 240 100 500 600 300 300 123,58
CaCO3 0 0 0 0 4250 3550 3200 2750 992,14
Ca(OH)2 0 0 0 0 1560 1560 5400 750 716,08
CaO 2400 2400 2400 1000 5300 3150 3120 3000 1022,50
TOTAL 2640 2640 2640 1100 11610 8860 12020 6800 2854,31
Fertilisants
Urée 84 120 132 47 284 120 90 105 39,65
TSP 21,6 28,8 31,2 11 57,4 24 24 24 8,71
SDR 280 240 240 106 630 300 300 300 104,72
Traitements TSC 600 600 600 250 1300 900 850 750 269,65
EPICIN 62.4 62.4 62.4 26 0 0 0 0 0
Sucre 251 251 251 105 0 0 0 0 0
Granulés 14928 18401 17629 7078 23848 17428 17220 17677 5485,32
Tableau 10 : Les intrants consommés durant l’élevage
TSP : triple superphosphate TSC : Tea seed cake
SDR : son de riz M : moyenne
D’après ce tableau on peut dire que la quantité des chaux utilisées est réduite
d’un tiers dans les bassins traités. Car on n’utilise plus de la chaux pour l’entretien du
bassin. Cette tâche est désormais attribuée au produit EPICIN. En revanche, cette
quantité de chaux est remplacée par le produit EPICIN et le sucre.
Pour les fertilisants, le TSC et les granulés, la consommation est à peu près la même.
En somme, quatre types de résultats sont montrés dans cette partie : les
valeurs des paramètres physico-chimiques du milieu d’élevage, la croissance et la
survie des crevettes d’élevage, l’indice de conversion et en dernier lieu la comparaison
de quelques données.
Pour les paramètres physico-chimiques, les valeurs obtenues ne s’écartent pas
de la norme donnée par la FAO pour la qualité de l’eau d’élevage.
En ce qui concerne la croissance, le gain de poids de crevettes durant les 24
semaines d’élevage est compris entre 13 et 17 g, sauf pour le bassin I3, où le gain de
poids a atteint 23 g. Mais, la comparaison statistique a révélé que cette différence n’est
pas significative. La survie, par contre, va de 76% jusqu’à 30% pour quelques bassins.
Enfin, l’indice de conversion final varie de 1.96 à 5.56 pour les 7 bassins
d’élevage.
34
CONCLUSION
Depuis le commencement de l’élevage moderne de crevette en 1933, de
nombreuses recherches ont été effectuées pour améliorer la technique d’élevage, plus
précisément le rendement. La société AQUAMEN, où j’ai effectué mon stage de fin
d’étude a profité de la dernière invention de la société Epicore Bionetworks Inc, le
produit EPICIN. C’est un produit issu des microbes naturels permettant de traiter le
bassin d’élevage. Ce produit n’a donc rien avoir avec les autres produits chimiques de
traitement, car c’est un produit biologique.
Durant les 24 semaines d’élevage effectuées sur les 7 bassins dont 3 bassins
pour le test et 4 bassins comme témoins, nous avons obtenu les résultats des
paramètres physico-chimiques suivants : pour la salinité de 4 à 38 ppt (I3), 6 à 32 ppt
(I8), 5 à 32 ppt (I9), 3 à 39 ppt (S18), 4 à 29 ppt (S25), 2 à 30 ppt (S30B) et de 4 à 32
ppt pour S34 et la température est toujours supérieure à 25°C durant l’élevage. En ce
qui concerne la turbidité elle varie entre 15 et 105 cm pour tous les bassins ; pour
l’oxygène dissous, la valeur matinale est en moyenne de 3 ppm et l’après-midi autour
de 9 ppm. Les crevettes ont eu comme gain de poids de 22.98 g (I3), 15.78 g (I8),
16.77 g (I9), 13.71g (S18), 14.19g (S25), 15.01g (S30B) et 16.08g (S34) et la survie
finale est respectivement de 35%, 73%, 67%,76%, 60%, 67% et 30%. Enfin pour
l’indice de conversion, les valeurs sont toutes assez élevées, car elles sont de 3.49,
2.88, 2.86, 1.96, 3.03, 2.49 et 5.56.
La comparaison des bassins sur le gain de poids par l’analyse de variance de
Fisher a révélé que la différence n’est pas significative. Par conséquent, la croissance
des crevettes dans les deux types d’élevage est identique du point de vue statistique.
Le suivi du poids moyen n’est pas suffisant pour vérifier l’action du produit
EPICIN lors du traitement. D’autres paramètres devront être considérés avant de tirer
une décision concluante.
De ce fait, il est recommander de :
Faire des analyses sur le taux d’ammoniaque, de nitrite, de nitrate et du sulfure
d’hydrogène, au moins, au début et à la fin de chaque traitement pour savoir les
quantités absorbées par les microbes de l’EPICIN ; la connaissance du taux de
ces déchets d’élevage permet d’ajuster la quantité du produit EPICIN à utiliser
pour le prochain traitement ;
35
Faire la mesure du carbone organique total (COT), d’azote de Kjeldahl total
(TKN) et la demande biologique en oxygène (DBO). Cette mesure fournira
quelques informations utiles pour la gestion de l’élevage ;
Faire le suivi de la flore bactérienne dans le bassin d’élevage, car la
connaissance de cette donnée permet de vérifier que les microbes du produit
EPICIN se développent ou non dans le milieu d’élevage.
D’après Vasudevan (2004), les sédiments marins contiennent naturellement
des bactéries, telles que Bacillus subtillis, Bacillus circulans, Bacillus megaterium,
Bacillus polymyxa et Bacillus licheniformis.
Il serait donc intéressant d’exploiter ces bactéries pour l’auto-épuration des
bassins d’élevage, car ces bactéries s’adaptent déjà à son milieu qui est le
bassin d’élevage. En plus, rien ne garantit que les bactéries dans le produit
EPICIN seront bien adaptées aux conditions dans l’étang et qu’elles ne
concurrenceront pas les espèces naturelles vivant dans l’étang.
Pour lutter contre les effets néfastes du lab-lab, il est primordial de respecter la
profondeur idéale à son développement car ce sont des algues benthiques qui se
développent au fond du bassin et participent à l’oxygénation du bassin.
36
BIBLIOGRAPHIE
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Sources électroniques:
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[2]. www.gaalliance.org/probiotic
[3]. www.nurturetech.net/epicin
38
SOMMAIRE
INTRODUCTION.........................................................................................................1
PARTIE I: LA GENERALITE ..................................................................................2
1.1. LA PRESENTATION SUCCINCTE DE LA SOCIETE ...........................................2
1.1.1. La localisation géographique......................................................................2
1.1.2. Les différentes unités de production..........................................................2
1.2. LES CREVETTES DANS SON MILIEU D’ELEVAGE ...........................................5
1.2.1. L’environnement des crevettes..................................................................5
1.2.2. Les problèmes fréquemment rencontrés durant l’élevage......................6
1.2.2.1. Les sources de pollution.......................................................................6
1.2.2.2. Les micro-organismes pathogènes......................................................7
PARTIE II: LA METHODOLOGIE..........................................................................8
2.1. LE PRODUIT EPICIN...........................................................................................8
2.1.1. La description du produit ............................................................................8
2.1.2. Les éléments constitutifs ............................................................................8
2.1.3. Les facteurs limitant la croissance de ces bactéries ................................9
2.1.4. Le mode d’action..........................................................................................9
2.1.5. Le déroulement du nettoyage par les bactéries ......................................10
2.1.6. La réactivation du produit EPICIN.............................................................10
2.1.7. Le mode de traitement ...............................................................................11
2.2. LA CONDUITE DE L’ELEVAGE .........................................................................12
2.2.1. Les bassins d’élevage................................................................................12
2.2.1.1. La description des bassins.................................................................12
2.2.1.2. La préparation des bassins.................................................................12
2.2.2. La densité d’élevage ..................................................................................13
2.2.3. L’ensemencement ......................................................................................13
2.2.4. L’alimentation.............................................................................................14
2.2.4.1. Le type d’aliment..................................................................................14
2.2.4.2. La ration journalière ............................................................................14
2.2.4.3. La fréquence et les horaires de distribution......................................14
2.2.5. La gestion de l’eau .....................................................................................15
2.2.5.1. Les renouvellements d’eau.................................................................15
39
2.2.5.2. L’aération..............................................................................................15
2.2.5.3. La fertilisation ......................................................................................16
2.2.5.4. L’amendement......................................................................................16
2.2.5.5. La mesure des paramètres physico-chimiques ................................16
a. L’oxygène dissous et la température......................................................17
b. La salinité ..................................................................................................17
c. La turbidité ................................................................................................17
2.2.6. L’expertise, l’échantillonnage et le dénombrement ................................17
2.2.6.1. L’expertise............................................................................................17
2.2.6.2. L’échantillonnage.................................................................................17
2.2.6.3. Le dénombrement................................................................................18
2.3. LE TRAITEMENT STATISTIQUE DES DONNEES.............................................19
2.3.1. L’analyse de variance ou ANOVA .............................................................19
PARTIE III: LES RESULTATS ET INTERPRETATIONS...............................21
3.1. LES PARAMETRES PHYSICO-CHIMIQUES ..................................................... 21
3.1.2. La température ..........................................................................................22
3.1.3. L’oxygène dissous ....................................................................................23
3.1.4. La turbidité.................................................................................................23
3.2. LA CROISSANCE ET LA SURVIE DES CREVETTES D’ELEVAGE..................24
3.2.1. Dans les bassins expérimentaux ..............................................................24
3.2.2. Dans les bassins témoins..........................................................................25
3.2.3. Les causes de la mortalité du cheptel......................................................27
3.3. L’ALIMENTATION ET L’INDICE DE CONVERSION..........................................29
3.4. LA COMPARAISON DES RESULTATS OBTENUS...........................................31
3.4.1. Le poids moyen ..........................................................................................31
3.4.2. Les intrants consommés ...........................................................................32
CONCLUSION.............................................................................................................34
BIBLIOGRAPHIE ....................................................................................................36
40
LISTE DES TABLEAUXLISTE DES TABLEAUXLISTE DES TABLEAUXLISTE DES TABLEAUX
Tableau 1 : Norme de qualité d’eau de mer pour l’élevage des crevettes .....................6
Tableau 2 : Période du traitement et quantité des produits .........................................11
Tableau 3 : Description des bassins............................................................................12
Tableau 4 : Densité d’élevage .....................................................................................13
Tableau 5 : Nombre et poids moyens des juvéniles ....................................................13
Tableau 6 : Nombre de distribution d’aliment ..............................................................15
Tableau 7 : Horaire de distribution et pourcentage de la ration ...................................15
Tableau 8 : Indice de conversion hebdomadaire et cumulé durant l’élevage ..............30
Tableau 9 : Résultats de l’élevage...............................................................................32
Tableau 10 : Les intrants consommés durant l’élevage.................................................33
LISTE DES FIGURESLISTE DES FIGURESLISTE DES FIGURESLISTE DES FIGURES
Figure 1 : Déroulement de la production de crevettes...................................................3
Figure 2 : Environnement des crevettes d’élevage........................................................5
Figure 3 : Les paramètres physico-chimiques du bassin I3.........................................21
Figure 4 : Les paramètres physico-chimiques du bassin I8.........................................21
Figure 5 : Les paramètres physico-chimiques du bassin I9.........................................21
Figure 6 : Les paramètres physico-chimiques du bassin S18......................................21
Figure 7 : Les paramètres physico-chimiques du bassin S25......................................21
Figure 8 : Les paramètres physico-chimiques du bassin S30B ...................................21
Figure 9 : Les paramètres physico-chimiques du bassin S34......................................21
Figure 10 : La survie et le gain de poids hebdomadaire des crevettes
dans le bassin I3..........................................................................................24
Figure 11 : La survie et le gain de poids hebdomadaire des crevettes
dans le bassin I8..........................................................................................24
Figure 12 : La survie et le gain de poids hebdomadaire des crevettes
dans le bassin I9..........................................................................................25
Figure 13 : La survie et le gain de poids hebdomadaire des crevettes
dans le bassin S18 ......................................................................................26
Figure 14 : La survie et le gain de poids hebdomadaire des crevettes
dans le bassin S25 ......................................................................................26
41
Figure 15 : La survie et le gain de poids hebdomadaire des crevettes
dans le bassin S30B....................................................................................26
Figure 16 : La survie et le gain de poids hebdomadaire des crevettes
dans le bassin S34 ......................................................................................26
Figure 17 : Histogramme du gain de poids et de la survie des crevettes ......................31
LISTE DES PHOTOSLISTE DES PHOTOSLISTE DES PHOTOSLISTE DES PHOTOS
Photo 1 : Bassin d’élevage de Tsangajoly ...................................................................2
Photo 2 : Usine de traitement .......................................................................................2
Photo 3 : Ferme de Tsangajoly 1..................................................................................3
Photo 4 : Ferme de Tsangajoly 2..................................................................................3
Photo 5 : Ecloserie d’Ambararata 1 ..............................................................................3
Photo 6 : Ecloserie d’Ambararata 2 ..............................................................................3
Photo 7 : Types d’emballages du produit EPICIN.........................................................8
Photo 8 : Produit EPICIN ..............................................................................................8
Photo 9 : Préparation du produit EPICIN 1 .................................................................11
Photo 10 : Préparation du produit EPICIN 2 .................................................................11
Photo 11 : Moine d’entrée.............................................................................................12
Photo 12 : Amendement calcaire..................................................................................12
Photo 13 : Sac des granulés pour les crevettes............................................................14
Photo 15 : Echantillonnage des crevettes avec un filet épervier...................................18
Photo 16 : Echantillonnage des crevettes avec une senne ..........................................18
Photo 17 : Poissons dans le bassin..............................................................................28
Photo 18 : Crabe Scylla serrata....................................................................................28
Photo 19 : Crevette à péréiopodes coupés par cannibalisme.......................................28
Photo 20 et 21 : Crevette morte à la suite d’un cannibalisme........................................28
Photo 22 : Lab – lab......................................................................................................29
LISTE DES CARTESLISTE DES CARTESLISTE DES CARTESLISTE DES CARTES
Carte 1 : Carte de Madagascar....................................................................................3
Carte 2 : Coupe de la carte de Morondava ..................................................................3
42
Bassin de 2 à 2.4 Ha Bassin de 4 à 5.5 HaBassin de 3 HaBassin de 1 Ha Bassin de 7 à 8 Ha
BA1
BA2
Annexe1:
Plandemassedelaferme
43
Type
d’aliment
GREEN LABEL LFL VDS
Code N°1 N°2 N°3 N°4 N°5 IC/0 IPG/0 IG/0 N°2 N°3 N° 4 N°5
Caractère Crumble Pellet Crumble Pellet Crumble Pellet
Définition Starter Grower Starter Pregrower Grower Starter
Grower
Humidité
(%)
10 10 10
Protéine
(%)
40 39 38 41 40 40 38 36
Lipide (%) 4 6.5 – 12 9
Fibre (%) 5 2.5 2.5
Cendre
(%)
16 11 14
Calcium
(%)
2.3 2.3
Phosphate
(%)
0.7 0.7
Cholestérol
(%)
0.2 0.25
Taille de
l’aliment
(mm)
1 – 1.4 1.4 - 2 1.8 2.2 1.4 - 2 1.8 2.2 1 – 1.5 1.5 - 2 2.2 x 2 - 4 2.5 x 3 - 5
Poids de
crevettes
(g)
PL 25 - 1 1 - 3 3 – 10 > 10
2
semaines
avant
pêche
1 - 3 3 - 10 > 10 PL 25 - 2 2 - 5 5 - 15 > 12
Annexe2:
Compositiondesgranulés
44
Annexe 3 :
La table du taux de nutrition théorique
Pm (g) TNT (%) Pm (g) TNT (%) Pm (g) TNT (%) Pm (g) TNT (%) Pm (g) TNT (%)
0.5
0.6
0.7
0.8
0.9
1
1.1
1.2
1.3
1.4
1.5
1.6
1.7
1.8
1.9
2
2.1
2.2
2.3
2.4
2.5
2.6
2.7
2.8
2.9
3
3.1
3.2
3.3
3.4
3.5
3.6
3.7
3.8
3.9
4
4.1
4.2
4.3
4.4
4.5
4.6
20
19.38
18.71
18.04
17.37
16.70
16.03
15.36
14.69
14.02
13.35
12.68
12.01
11.34
10.67
10
9.70
9.40
9.10
8.80
8.50
8.20
7.90
7.60
7.30
7
6.90
6.80
6.70
6.60
6.50
6.40
6.30
6.20
6.10
6
5.90
5.80
5.70
5.60
5.50
5.40
4.7
4.8
4.9
5
5.1
5.2
5.3
5.4
5.5
5.6
5.7
5.8
5.9
6
6.1
6.2
6.3
6.4
6.5
6.6
6.7
6.8
6.9
7
7.1
7.2
7.3
7.4
7.5
7.6
7.7
7.8
7.9
8
8.1
8.2
8.3
8.4
8.5
8.6
8.7
8.8
5.30
5.20
5.10
5
4.90
4.80
4.70
4.60
4.50
4.40
4.30
4.20
4.10
4
3.97
3.94
3.91
3.88
3.85
3.82
3.79
3.76
3.73
3.70
3.68
3.66
3.64
3.62
3.60
3.58
3.56
3.54
3.52
3.50
3.48
3.46
3.44
3.42
3.40
3.38
3.36
3.34
8.9
9
9.1
9.2
9.3
9.4
9.5
9.6
9.7
9.8
9.9
10
10.1
10.2
10.3
10.4
10.5
10.6
10.7
10.8
10.9
11
11.1
11.2
11.3
11.4
11.5
11.6
11.7
11.8
11.9
12
12.1
12.2
12.3
12.4
12.5
12.6
12.7
12.8
12.9
13
3.32
3.30
3.26
3.22
3.18
3.14
3.10
3.08
3.06
3.04
3.02
3
2.96
2.92
2.88
2.84
2.80
2.78
2.76
2.74
2.72
2.70
2.68
2.66
2.64
2.62
2.60
2.59
2.58
2.57
2.56
2.55
2.54
2.53
2.52
2.51
2.50
2.49
2.48
2.47
2.46
2.45
13.1
13.2
13.3
13.4
13.5
13.6
13.7
13.8
13.9
14
14.1
14.2
14.3
14.4
14.5
14.6
14.7
14.8
14.9
15
15.1
15.2
15.3
15.4
15.5
15.6
15.7
15.8
15.9
16
16.1
16.2
16.3
16.4
16.5
16.6
16.7
16.8
16.9
17
17.1
17.2
2.44
2.43
2.42
2.41
2.40
2.38
2.37
2.36
2.33
2.32
2.30
2.29
2.28
2.27
2.27
2.25
2.24
2.23
2.21
2.20
2.18
2.16
2.14
2.12
2.10
2.08
2.06
2.04
2.02
2
1.98
1.96
1.94
1.92
1.90
1.88
1.88
1.87
1.87
1.86
1.85
1.85
17.3
17.4
17.5
17.6
17.7
17.8
17.9
18
18.1
18.2
18.3
18.4
18.5
18.6
18.7
18.8
18.9
19
19.1
19.2
19.3
19.4
19.5
19.6
19.7
19.8
19.9
20
21
22
23
24
25
26
27
28
29
30
1.84
1.84
1.83
1.82
1.82
1.81
1.81
1.80
1.78
1.78
1.77
1.77
1.76
1.75
1.75
1.74
1.74
1.73
1.72
1.72
1.71
1.71
1.70
1.68
1.66
1.64
1.62
1.60
1.55
1.50
1.45
1.40
1.35
1.30
1.25
1.20
1.15
1.10
Source : Document interne Aquamen
Pm : poids moyen en gramme
TNT : taux de nutrition théorique en %
45
Annexe 4 :
Position systématique de l’espèce Penaeus monodon
Règne : Animalia
Embranchement : Arthropoda
Classe : Crustacea
Ensemble : Malacostraca
Sous-classe : Eucarida
Ordre : Décapoda
Sous-ordre : Natantia
Super-Famille : Penaeoidea
Famille : Penaeidae
Genre : Penaeus
Espèce : Penaeus monodon (Fabricius, 1798)
Morphologie externe d’une crevette (source : Auteur, 2007)
Cycle biologique des crevettes Pénéides en milieu naturel (source : D. Pham, 2006)
46
Annexe 5 :
Quelques maladies rencontrées en élevage de crevette
Maladie Agent Symptôme
Virose Baculovirus
Cellule épithéliale de l’hépato-
pancréas infecté. Mortalité chez
les post-larves et juvéniles
Mycoses Lagenidium siropidium
Germination de spore se
développant à l’intérieur du corps
sous forme d’hyphes mycéliens
Microbienne
Bactérie gram- du genre
Vibrio
Septicémie généralisée ou
érosion de la cuticule avec la
formation des tâches brunes
Mycoses des
branchies
Fusarium
Pénétration par des fouets
arténaires entraînant la mort chez
les juvéniles et les adultes
Maladie blanche ou
« coton disease »
Microsporidie
Affection des muscles et des
gonades
Protozoose Zoothaminium vorticella
Affection des branchies,
réduction des échanges gazeux
jusqu’à la mort de l’animal
Bactériose Leucothrix
Affection des branchies et des
appendices
Maladie de la « mort
noire » ou « black
death disease »
Nécroses musculaires Stress physique Formation des zones opaques
Source : Document interne du CDCC in Randrianirina Noël L.J. ; 2004
47
Semaine
I3 I8 I9 S18 S25 S30B S34
p.m survie p.m survie p.m survie p.m survie p.m survie p.m survie p.m survie
0 0,22 0,82 0,63 0,19 0,31 0,29 0,22
1 0,22 100 0,82 100 0,63 100 0,4 100 0,7 100 0,29 100 0,35 100
2 0,70 98 1,20 98 1,10 98 0,52 98 0,80 99 0,70 99 1,10 99
3 1,20 98 1,80 97 1,80 97 0,70 98 1,10 98 0,90 98 1,30 98
4 2,10 96 2,00 96 2,40 96 1,20 97 2,10 97 1,00 97 1,30 98
5 2,70 95 2,60 95 2,50 95 1,50 97 3,10 96 1,50 96 2,20 96
6 3,40 94 3,00 94 3,40 94 2,40 96 3,10 96 1,70 97 2,70 95
7 4,20 93 3,80 92 4,30 92 2,80 95 3,60 95 1,80 95 3,40 94
8 5,00 92 4,60 91 4,60 91 3,20 94 4,50 94 2,20 94 3,80 93
9 5,70 90 5,30 90 5,60 90 3,40 93 5,00 93 2,60 93 4,50 92
10 5,80 89 5,50 89 6,40 89 3,70 92 6,00 91 3,10 92 4,50 92
11 6,60 88 6,20 88 6,70 88 4,80 91 7,00 90 3,30 91 5,20 91
12 7,70 85 7,3 88 8,1 86 5,40 90 8,00 89 4,30 90 6,6 90
13 8,70 83 8,10 87 8,90 83 6,40 90 8,90 88 5,30 89 7,70 89
14 9,70 82 9,8 87 10,1 78 7,90 89 9,30 87 6,5 88 8,3 87
15 10,70 81 11,10 86 11,10 73 8,20 88 10,30 84 8,00 87 8,50 85
16 11,70 80 12,30 81 12,10 73 8,90 87 11,2 83 9,4 84 9,50 83
17 13,7 77 13,30 78 12,20 73 9,9 87 12,70 80 10,80 83 10,70 80
18 15,10 72 13,30 78 12,50 73 12,30 87 13,6 75 11,80 81 11,40 79
19 16,8 67 13,50 77 13,50 73 12,3 85 13,60 70 12,10 80 11,80 77
20 19,80 62 14,50 75 14,50 71 13,50 83 13,60 65 13,00 78 12,30 70
21 20,80 52 14,50 75 15,20 70 13,50 79 14,50 60 13,50 76 13,30 60
22 21,20 42 15,30 74 16,40 69 13,50 79 14,50 60 13,50 74 14,30 50
23 21,70 35 16,30 73 16,40 69 13,90 76 14,50 60 14,30 72 14,80 40
24 23,20 35 16,60 73 17,40 67 13,90 76 14,50 60 15,30 67 16,30 30
p.m : poids moyen en gramme
Survie : en pourcent
Annexe6:
Lepoidsmoyenetlasurviehebdomadairedecrevettes
48
RESUME
Presque soixante quinze ans sont écoulés depuis le début de l’élevage moderne des
crevettes Pénéides. Jusqu’à maintenant, l’homme ne maîtrise pas encore totalement la
conduite de l’élevage. Ce dernier est dû au fait que, il est difficile de reproduire fidèlement le
milieu naturel, car il existe des paramètres qu’on ne pourra pas créer ni maîtriser. Mais, pour
faire face aux problèmes survenus durant l’élevage, les aquaculteurs tentent toujours de
trouver une solution adéquate à chaque problème qu’il rencontre. Dernierèment, ils ont créé
un produit issu du milieu naturel pour assurer le nettoyage et le traitement du bassin
d’élevage. C’est le produit EPICIN. Ce dernier a été testé dans la ferme de l’AQUAMEN E.F
Tsangajoly et les résultats obtenus sont plutôt prometteur. La croissance des crevettes est à
peu près la même dans les bassins traités et non traités avec le produit. 22.98g (I3), 15.78 g
(I8), 16.77g (I9) [bassins traités] et 13.71 g (S18), 14.19g (S25), 15.01g (S30B), 16.08g (S34)
[bassins témoins]. Malgré ces résultats, d’autres études complémentaires devront être faites
en parallèle avec l’expérience. Ceci nous permet par la suite, de tirer une conclusion
irrévocable sur la faisabilité de ce produit.
Mots clés : Penaeus monodon, produit EPICIN, croissance et survie, indice de conversion
ABSTRACT
Almost sixty fifteen years are past since the beginning of the modern breeding of the
Peneids shrimps. Until now, the man does not yet completely control the control of the
breeding. This last is due to the fact that, it is difficult to reproduce the natural environment
accurately, because there are parameters which one will not be able to create nor to control.
But, to face the problems which have occurred during the breeding, the aquaculturists always
try to find a solution adequate with each problem which it encounters. Lately, they created a
product resulting from the natural environment to ensure the cleaning and the treatment of the
basin of breeding. It is product EPICIN. This last was tested in the farm of AQUAMEN E.F
Tsangajoly and the results obtained are rather promising. The growth of shrimps is about the
same one in the basins treated and untreated with the product. 22.98g (I3), 15.78 G (I8),
16.77g (I9) [ treated basins ] and 13.71 G (S18), 14.19g (S25), 15.01g (S30B), 16.08g (S34)
[ pilot basins ]. In spite of these results, other complementary studies will have to be made in
parallel with the experiment. This allows us thereafter, to draw an irrevocable conclusion on
the feasibility of this product.
Key words : Penaeus monodon, EPICIN product , growth and survival, index of conversion
49
REMERCIEMENTS
Ce travail n’aurait pas vu le jour sans l’appui bienveillant de tous ceux
qui ont collaboré à son élaboration.
Mes plus vifs remerciements s’adressent tout d’abord, à tous les
Enseignants de l’Institut Halieutique et des Sciences Marines qui ont donné le
maximum pour partager leurs connaissances tout au long de ma formation au
sein de l’Institut. Qu’ils soient remerciés à travers ce mémoire.
Je m’adresse également à Monsieur DIDIER Chauty, Directeur Général
de la Société AQUAMEN E.F, qui a accepté que je fasse ce stage pratique dans
son société, et à tous les Equipes de l’AQUAMEN qui m’ont soutenu dans la
réalisation pratique de ce travail. Qu’ils sachent combien ma gratitude est
grande!
Enfin, je tiens à adresser mes sincères remerciements à tous ceux qui ont
contribué de près ou de loin à la réalisation de ce mémoire.

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  • 1. UNIVERSITE DE TOLIARAUNIVERSITE DE TOLIARAUNIVERSITE DE TOLIARAUNIVERSITE DE TOLIARA INSTITUTINSTITUTINSTITUTINSTITUT HALIEUTIQUEHALIEUTIQUEHALIEUTIQUEHALIEUTIQUE ETETETET DESDESDESDES SCIENCESSCIENCESSCIENCESSCIENCES MARINESMARINESMARINESMARINES MaîtriseMaîtriseMaîtriseMaîtrise desdesdesdes SciencesSciencesSciencesSciences etetetet TechniquesTechniquesTechniquesTechniques dededede lalalala MerMerMerMer etetetet dudududu LittoralLittoralLittoralLittoral MaST / MLMaST / MLMaST / MLMaST / ML Troisième Promotion Décembre 2007 RAZAFIMANANTSOA Valéri Aristide Mémoire de fin d’étudesMémoire de fin d’étudesMémoire de fin d’étudesMémoire de fin d’études pour l’obtention du diplôme depour l’obtention du diplôme depour l’obtention du diplôme depour l’obtention du diplôme de MaST/ML Option : Aquaculture et Contrôle de qualité
  • 2. 1 INTRODUCTION L’élevage des Pénéides est pratiqué depuis fort longtemps dans les pays du Sud-Est asiatique, tels que l’Indonésie : il s’agit d’élevage simple, consistant à tirer parti des migrations des jeunes crevettes nées en mer vers les lagunes où elles grossissent jusqu’à sa maturité sexuelle. C’est depuis 1933, sous l’impulsion d’un chercheur japonais Hudinaga, que débute l’histoire moderne des élevages de crevettes Pénéides (Annie Laubier, 1989). A partir de cette date, de nombreuses recherches ont été entreprises pour améliorer le rendement de la ferme, car les aquaculteurs sont toujours confrontés à un barrage de problèmes, tels que les changements environnementaux, les conditions alimentaires, la pollution et les maladies. Actuellement, plusieurs outils sont disponibles pour aider à combattre la plupart de ces problèmes. De la science de technologie, viennent les qualifications pour construire et maintenir les équipements appropriés pour l’aquaculture. De l’étude de la croissance animale, viennent les techniques pour permettre la reproduction élevée de rendement en captivité. De la science agro-alimentaire, viennent les alimentations bien projetées pour satisfaire les besoins des animaux. Et de la chimie, viennent les produits pour maintenir les états sains de l’eau (www.nurturetech.net). En dépit de tous ces outils, les problèmes persistent toujours. C’est pourquoi, les chercheurs ont eu recours à la science biologique pour résoudre les problèmes d’aquaculture. Cette approche utilise la propre manière de la nature de réduire la pollution et de réduire au minimum les problèmes de la maladie. C’est ce que nous allons découvrir dans ce présent travail intitulé : « Amélioration des conditions de vie des crevettes Penaeus monodon en élevage semi-intensif par l’application du produit EPICIN – Cas de la Société AQUAMEN E.F Tsangajoly ». L’objectif de cette étude est d’avoir un milieu d’élevage sain par l'utilisation du produit de traitement biologique d'Epicore qui réduira au minimum la pollution dans les bassins d’élevage de crevette d’une part et par la bonne gestion des bassins d’autre part. De ce fait, le but est de favoriser la croissance du cheptel et d’augmenter ainsi la productivité. Pour faciliter la compréhension de cette présentation le plan suivant a été adopté : la première partie est consacrée à la généralité sur la Société Aquamen et sur l’environnement de crevettes. La méthodologie occupe la seconde partie du travail qui sera suivie de la présentation des résultats et des interprétations de ces résultats. Pour finir, une conclusion et des recommandations seront avancées.
  • 3. 2 Partie I: LA GENERALITE 1.1. LA PRESENTATION SUCCINCTE DE LA SOCIETE La société Aquamen E.F ou Aquaculture du Menabe Entreprise Franche a obtenu son agrément de fonctionnement depuis le 4 février 1998 (Ralisaona B.L. ; 2002). Son activité est la production des crevettes Penaeus monodon destinées à l’exportation, selon la méthode artisanale et semi-intensive. 1.1.1. La localisation géographique Elle dispose d’un siège social à Ankorondrano (Tananarive), d’un bureau de liaison à Andabatoara (Morondava), d’un centre de stockage des géniteurs et de production des Post-larves à Ambararata (20°38’05.4 4’’S et 44°04’32.37’’E), d’une ferme d’élevage et d’une usine de traitement à Tsangajoly (19°50’01.00’’S et 44°30’12.68’’E)[cf photo 1, 2, 3, 4, 5, 6 et carte 1, 2]. 1.1.2. Les différentes unités de production Plusieurs services concourent de manière directe ou non à la réalisation de l’objectif, soit la production de crevettes haut de gamme [cf Figure 1]. Ce sont : - L’écloserie, qui assure le stockage des géniteurs et la production des post- larves (PL9 à PL15) servant à l’ensemencement des bassins d’élevage ; - la Ferme, par leur 279.1 Ha de surface disposé en 59 bassins de grossissement de 2.3 à 8 Ha, 23 bassins de prégrossissement de 1 à 2 Ha et 2 bassins artisanaux de 4 Ha, assure le prégrossissement et le grossissement de crevettes jusqu’à la taille marchande qui est de 18 à 43 g pour l’Aquamen ; - l’Usine de traitement ainsi que le laboratoire d’analyse garantissent le traitement et le conditionnement du produit ; Photo 1 : Bassin d’élevage de Tsangajoly (source : Aquamen, 2001) Station de pompage Usine Labo Magasin aliment Magasin emballage Photo 2 : Usine de traitement (source, Google Earth, 2007)
  • 4. 3Carte 1,2 et photo 3, 4, 5, 6 : Localisation géographique de la Ferme de Tsangajoly et l’écloserie d’Ambararata (source : FTM, 2005et Google earth, 2007) Tsangajoly Usine de traitement Base vie Ambararata Morondava
  • 5. 4 Bassin de prégrossissement PL11 – PL13 jusqu’à 0.2 g – 1g Bassin de grossissement 0.2g à 1g jusqu’à 18 g à 43g Stade mysis (env 4 jrs) Stade zoé (env 3jrs) Oeuf Stade nauplius (48 à 60h) Stade PL Pêche et Prétraitement Traitement et conditionnement Figure 1 : Déroulement de la production de crevettes (Sources : Calvas, 1989 ; Pham, 2006 ; Auteur, 2007)
  • 6. 5 - le STREP s’occupe du transfert des juvéniles, de l’ensemencement et de la récolte des crevettes qui atteignent la taille commerciale. D’autres unités participent aussi à la chaîne de production : les services Aérateur et électricité, Atelier Mécanique, Logistique, Travaux, Infirmerie, Pompage,… 1.2. LES CREVETTES DANS SON MILIEU D’ELEVAGE 1.2.1. L’environnement des crevettes Les crevettes vivent dans un environ très complexe dans les bassins d’élevage. L’eau, qui joue le support de l’élevage, est le siège d’une importante réaction chimique. Et à part les crevettes, d’autres espèces végétales et animales vivent dans le bassin d’élevage. Tel est le cas de bactéries, de phytoplancton, de zooplancton, de gastéropodes, … Plusieurs paramètres régissent la survie des crevettes dans son environnement [cf Figure 2] : les paramètres physico-chimiques [cf tableau 1] (l’oxygène dissous, le dioxyde de carbone, le pH, la salinité, la température, la turbidité et les éléments nutritifs, tels que l’azote, le phosphore, le silice), les paramètres biologiques (la richesse ou non en phytoplancton et zooplancton) et il ne faut pas oublier les bactéries qui jouent un rôle important dans la minéralisation des matières organiques et les micro-organismes pathogènes. Figure 2 : L’environnement des crevettes d’élevage (Source : Dan Fegan, 2002) Le tableau ci-dessous donne les valeurs des paramètres physico-chimiques idéales pour l’élevage de crevette.
  • 7. 6 Paramètres Unités Tolérance Optimum Physiques : Température Salinité pH Oxygène dissous Matières en suspension °C ‰ - % de saturation ppm FTU 20 – 36 0 – 40 6.5 – 9.5 50 – 110 < 15 30 33 8.2 100 traces Chimiques : Ammonium Nitrite Nitrate Phosphate Silicate mg/l " " " " < 0.1 < 5 < 10 < 5 < 100 Traces " " " " Métaux lourds : Mercure Plomb Cadmium Cuivre Zinc mg/l " " " " < 0.1 < 5 < 10 < 5 < 100 Traces " " " " Agents toxiques : Pesticides Organochlorés Heptachloride Aldrine DDT mg/l " " " " < 50 < 50 < 80 < 80 < 6 0 0 0 0 Hydrocarbures (PCA) mg/l < 10 0 Tableau 1 : Norme de qualité d’eau de mer pour l’élevage des crevettes (source : Avalle et al. ; 2003) 1.2.2. Les problèmes fréquemment rencontrés durant l’élevage Le stress ou la mortalité des crevettes sont généralement dus au changement des paramètres d’élevage (physico-chimique et biologique), la pollution de son environnement et la présence des micro-organismes pathogènes. 1.2.2.1. Les sources de pollution La détérioration de la qualité d’eau d’élevage est cruciale pour la survie des crevettes. Le changement de la qualité de l’eau est l’effet de la présence en quantité élevée des matières fécales (produit du métabolisme du cheptel), les restes d’aliments non consommés par le cheptel. Les polluants peuvent être aussi apportés par l’eau effluent ou les résultats du nettoyage inefficace du bassin entre les cycles ou c’est l’effet de l’utilisation en grande quantité des produits chimiques. Ces déchets conduisent à la formation du sulfure d’hydrogène (H2S), du nitrite (NO2) et de l’ammoniaque (NH3 ou NH4OH). Ces produits résultent de la transformation des matières organiques par les bactéries ou apportés par les excrétions des
  • 8. 7 organismes aquatiques. La présence de ces déchets chimiques dans le milieu d’élevage est néfaste pour les crevettes, car ce sont des produits toxiques. 1.2.2.2. Les micro-organismes pathogènes Pour les éleveurs des crevettes, les maladies épidémiques et endémiques affectent gravement la production (Rasoanaivo, 2004). Les agents des maladies infectieuses des crevettes sont principalement des virus et des bactéries de la famille des Vibrionacés. Les Vibrio luminescents figurent parmi les plus virulents et ils infectent presque tous les différents stades larvaires. Cette infection est souvent associée à un taux de mortalité très élevé (La Villa-Pitogo, 1995 in Joachim, 2005). Selon Lightner (1997) in Randrianirina (2004), ce ne sont pas toutes les espèces de Vibrio qui sont pathogènes pour les crevettes mais quelques unes seulement comme les Vibrio cholerae, Vibrio alginolyticus, Vibrio anguillarum, Vibrio harveyi, Vibrio damsela, Vibrio fluvialis, Vibrio parahaemolyticus et Vibrio vulnificus. Les Vibrio sont des bactéries à gram négatif, aéro-anaérobies facultatifs. L’annexe 5 donne quelques exemples de maladie des crevettes rencontrée dans une ferme d’élevage.
  • 9. 8 PARTIE II: LA METHODOLOGIE 2.1. LE PRODUIT EPICIN 2.1.1. La description du produit EPICIN est un produit de traitement biologique des bassins d’élevage produit par Epicore Bionetworks Inc. Les bactéries qu’il contient exercent un effet probiotique sur le milieu d’élevage. Il est formulé avec tous les microorganismes normaux et non- pathogènes qui sont approuvés par la FDA (Food and Drug Administration) des USA et l’USDA pour l’usage chez l’alimentation des animaux. Les microbes dans l’EPICIN dérivent des sources normales et sont produits dans des conditions de commande de qualité pour empêcher la contamination par les microorganismes pathogènes. Elles sont fermentées sur une base naturellement dérivée d’hydrate de carbone, ce qui donne au produit son aspect granulaire. Le produit EPICIN est disponible sous différents types d’emballage [cf Photo 7 et 8] et il est emballé avec des stabilisateurs et des stimulants supplémentaires de croissance. 2.1.2. Les éléments constitutifs Les bactéries utilisées pour l’élaboration du produit EPICIN sont composées principalement de bactéries hétérotrophes ou de mélange de bactéries hétérotrophes et autotrophes dénitrifiantes. Les genres de bactéries hétérotrophes communément utilisées dans la formulation du probiotique sont les Bacilles et les Lactobacilles (bactérie gram +) mais d’autres espèces peuvent être utilisées. Neuf espèces sont actuellement employées pour la production de ce produit à effet probiotique. Ce sont les : Bacillus acidophilus, Bacillus subtilis, Bacillus megaterium, Bacillus lechiniformis, Lactobacillus delbruckii, Lactobacillus bulgaricus, Acetobacter xylinum, Saccharomyces cerevisae, Saccharomyces boulardii. (Vijayaraghavan, 2004). Elles sont épurées et multipliées Photo 8 : Produit EPICINPhoto 7 : Types d’emballages du produit EPICIN (Source : Auteur, 2007 et nurturetech.net, 2007)
  • 10. 9 dans des fermenteurs puis traitées sous forme liquide ou sous forme de poudres séchées à l’état végétatif ou de spore. Des produits stabilisateurs et des stimulants supplémentaires de croissance sont ajoutés aux bactéries avant son conditionnement. 2.1.3. Les facteurs limitant la croissance de ces bactéries Comme pour le cas de la majorité des bactéries, les facteurs limitant sa croissance sont le carbone et l’azote. Les bactéries hétérotrophes sont des bactéries qui obtiennent principalement leur nutrition des sources organiques. La source primaire de carbone pour ces bactéries est les hydrates de carbone, tandis que les bactéries autotrophes peuvent utilisées le carbone d’origine minérale tel que le CO2. Alors pour les hétérotrophes la principale source de carbone disponible dans le bassin d’élevage est celle tirée de l’hydrate de carbone des granulés. L’azote est typiquement obtenu à partir des protéines dans le matériel organique consommé par les bactéries. Comme les crevettes, les bactéries hétérotrophes excrètent l’ammoniaque comme sous produit du métabolisme des protéines qu’elles consomment. Cependant, quelques bactéries hétérotrophes peuvent utiliser l’ammoniaque directement comme source alternative d’azote. 2.1.4. Le mode d’action EPICIN élimine les déchets d’élevage, tels que l’ammoniaque, le nitrite, le nitrate et le sulfure d’hydrogène. En raison du codage génétique que possède les microbes dans l’EPICIN, l’ammoniaque et le nitrite sont rapidement consommés sur un éventail d’états de pH, de températures et de salinités. Les microorganismes utilisent les pertes de roulement d’azote dans leurs processus métaboliques pour produire la protéine microbienne en tant qu’élément de leur croissance et de leur reproduction. Les microbes dans EPICIN établissent une culture bactérienne dans l’eau d’élevage et suppriment ainsi la croissance des bactéries nocives, telles que les espèces luminescentes de Vibrio. En outre, ces microbes sont capables d’excréter des bactériostatiques normaux, appelés les bactocillines, qui repoussent les bactéries nocives du milieu d’élevage. Les crevettes élevées seront donc saines et présenteront une plus grande vitalité et une immunité à la maladie.
  • 11. 10 2.1.5. Le déroulement du nettoyage par les bactéries Les granulés sont essentiellement composés d’au moins 35% de protéines. En effet, ils ne contiennent pas beaucoup d’hydrate de carbone. Les bactéries exigent environ 20 unités de carbone par unité de l’azote assimilée alors que les granulés ont donné un rapport de C/N équivalent à 9 /1. De ce fait, la population bactérienne n’augmentera qu’au-delà d’un certain point dû à la disponibilité limitée du carbone. A cette condition, les bactéries n’éliminent qu’une petite quantité des déchets d’élevage. Un apport en hydrate de carbone est donc nécessaire pour favoriser la croissance des bactéries. D’où la nécessite de l’ajout du sucre ou de la mélasse en plus de l’alimentation régulière, car la plus grande disponibilité du carbone permet à la population bactérienne hétérotrophe de consommer un pourcentage plus élevé de la protéine dans le matériel organique. Ceci a comme conséquence une digestion plus complète du matériel organique dans l’étang. 2.1.6. La réactivation du produit EPICIN Puisque le produit EPICIN est composé des bactéries qui se trouvent en état de dormance (spore), il devrait passer par une phase de préparation avant son utilisation dans les bassins d’élevage. C’est l’hydratation. L’hydratation permet d’activer les bactéries dans l’EPICIN afin que ces dernières puissent se multiplier dans le bac d’hydratation. La procédure d’hydratation est le suivant : ♦ préparer un bac de grand volume équipé d’un bulleur ou d’un aérateur ; ♦ remplir ce bac d’environ 250 litres d’eau du bassin d’élevage à traiter et aérer avec le bulleur ; ♦ verser dans le bac les produits d’hydratation, qui sont la chaux, le sucre ou mélasse et les granulés correspondant à l’aliment du cheptel au moment du traitement ; ♦ ajouter par la suite le produit EPICIN et aérer fortement le mélange durant 3 à 6 heures ; ♦ après cette durée, verser la mixture dans toute la partie du bassin à traiter.
  • 12. 11 Photo 9 et 10 : Préparation du produit EPICIN (source : Auteur, 2007) 2.1.7. Le mode de traitement Le traitement avec le produit EPICIN se fait du début jusqu’à la fin de l’élevage : 2 jours avant l’ensemencement, 30 jours après l’ensemencement, 60 jours après l’ensemencement et puis tous les 15 jours jusqu’à la récolte. Le tableau suivant montre la période du traitement avec la quantité des produits utilisés : Période du traitement Epicin (Kg) Chaux (Kg) Sucre (Kg) Granulés (Kg) 2 jours avant l’ensemencement 30 jours après l’ensemencement 60 jours après l’ensemencement 75 jours après l’ensemencement 90 jours après l’ensemencement 105 jours après l’ensemencement 120 jours après l’ensemencement 135 jours après l’ensemencement 150 jours après l’ensemencement 12 12 7.2 7.2 4.8 4.8 4.8 4.8 4.8 2.4 1.2 2.4 1.2 1.2 1.2 1.2 1.2 1.2 7.2 4.3 4.3 4.3 2.9 2.9 2.9 2.9 2.9 4.8 2.9 2.9 2.9 1.9 1.9 1.9 1.9 1.9 Tableau 2 : Période du traitement et quantité des produits Remarque : ♦ Il ne faut pas oublier d’épandre 24 Kg de sucre dans le bassin 3 jours après chaque traitement. Ce sucre est utilisé par les bactéries comme source de carbone.
  • 13. 12 2.2. LA CONDUITE DE L’ELEVAGE 2.2.1. Les bassins d’élevage 2.2.1.1. La description des bassins Trois bassins ont été retenus pour l’expérimentation avec le produit EPICIN et quatre autres ont été choisis comme témoin [cf Annexe 1]. Bassin Superficie (Ha) Zone Bassins Tests I3 2.4 Zone 1 I8 2.4 Zone 1 I9 2.4 Zone 1 Bassins Témoins S18 5.3 Zone 2 S25 3 Zone 3 S30B 3 Zone 3 S34 3 Zone 3 Tableau 3 : Description des bassins 2.2.1.2. La préparation des bassins La réussite d’un élevage réside dans la bonne préparation du bassin après la récolte. La préparation durant l’intercycle doit être faite soigneusement. Après la pêche, les bassins sont mis en assec durant 15 à 50 jours. Le labour, le raclage, le talutage du fond et la pose des cadres aux moines d’entrée [cf photo 11] et sortie sont effectués durant cette période d’assec. Il en est de même pour l’amendement calcaire du sol [cf photo 12] et la chloration des moines d’entrée et les flaques d’eau résiduelles. Le sol est amendé avec de la chaux vive (CaO) ou de la chaux éteinte (Ca(OH)2) pour une dose de 1.000 Kg/Ha (Protocole Aquamen, 2003). Cet amendement a des fonctions multiples : accélérer la décomposition des matières organiques, corriger le pH et enfin désinfecter le sol. Et pour éradiquer les prédateurs, Photo 11: Moine d’entrée Photo 12 : Amendement calcaire (Source : Auteur, 2007)
  • 14. 13 les compétiteurs ainsi que leurs œufs, une solution d’hypochlorite de calcium à 300 ppm est versée au niveau des moines d’entrée et sur les flaques résiduelles. Le fond est par la suite rincé par un grand courant d’eau pour enlever les restes d’animaux, les débris et pour éliminer l’effet des produits chimiques. Au cours du remplissage du bassin, 100 Kg/Ha de carbonate de calcium (CaCO3) ou de la dolomie (CaMgCO3) sont versées au niveau du moine d’entrée pour établir l’équilibre du pH. 2.2.2. La densité d’élevage La densité d’élevage appliquée pour chaque bassin est montrée dans le tableau suivant : Bassin Densité (ind/m2 ) I3 21.9 I8 21.9 I9 22 S18 21.8 S25 22 S30B 22.4 S34 21.7 Tableau 4: densité d’élevage Ind/m 2 : individus par mètre carré 2.2.3. L’ensemencement L’ensemencement des juvéniles dans les bassins de grossissement se fait à partir de 11 novembre 2006 jusqu’au 19 décembre 2006. Le nombre des juvéniles ensemencés ainsi que leurs poids moyens sont montrés dans le tableau qui suit : Bassin Nombre de juvéniles Poids moyen (g) I3 526 446 0.22 I8 526 680 0.82 I9 528 126 0.63 S18 1 153 615 0.19 S25 660 267 0.31 S30B 673 291 0.29 S34 650 435 0.22 Tableau 5 : Nombre et poids moyens des juvéniles
  • 15. 14 2.2.4. L’alimentation 2.2.4.1. Le type d’aliment Outre la production naturelle qui se trouve dans les bassins, les crevettes d’élevage sont alimentées par des granulés spécifiquement fabriqués dans ce but (Avalle et al., 2003). Ces granulés ont une composition qui varie suivant l’espèce et l’âge (ou le poids) de la crevette. Trois types de granulés ont été utilisés durant l’élevage : les granulés Maurice (LFL), les granulés Taïwan (Green Label) et les granulés Tiko (VDS). Les caractéristiques de chacun de ces aliments sont montrées dans l’annexe 2. 2.2.4.2. La ration journalière La ration journalière est calculée à partir de la biomasse et d’une table de taux de nutrition théorique [cf Annexe 3] RT: ration théorique en Kg B : biomasse en Kg TNT : taux de nutrition théorique en % Au cours du premier mois d’élevage, les juvéniles sont nourris avec un taux de nutrition fixe équivalent à 15 à 20 % de la biomasse. Mais à partir de 3 grammes de poids moyen, la quantité d’aliment distribué est ajustée en fonction des résultats des mangeoires. 2.2.4.3. La fréquence et les horaires de distribution Le nombre de distribution varie de 2 à 5 fois par jour selon la quantité d’aliment à distribuer. TNTBRT ×= Photo 13 : Sac de granulés pour les crevettes (Source : Auteur, 2007)
  • 16. 15 Quantité d’aliment (kg) Nombre de distribution < 30 2 ]30 à 120] 3 ]120 à 150] 4 > 150 5 Tableau 6 : Nombre de distribution d’aliment Par conséquent, les horaires de distribution seront à 6h00, 9h00, 11h00, 14h00, 17h00 et à 20h00. Le tableau suivant montre les horaires de distribution d’aliment et le pourcentage de la ration en fonction du nombre de distribution. Nombre de distribution 6h00 9h00 11h00 14h00 17h00 20h00 2 50% 50% 3 40% 30% 30% 4 30% 20% 30% 20% 5 20% 15% 15% 30% 20% Tableau 7 : Horaire de distribution et pourcentage de la ration 2.2.5. La gestion de l’eau 2.2.5.1. Les renouvellements d’eau Ils sont calculés en fonctions de la biomasse de crevettes dans le bassin et de plusieurs critères, tels que l’oxygène dissous, la qualité du phytoplancton et la turbidité. Le changement d’eau est au niveau du moine d’entrée d’eau, en tête du bassin. Cet ouvrage est équipé de grillages en plastique ou en netlon à mailles fines (de 2 à 9 mm) afin de filtrer l’eau qui entre pour éviter l’introduction de prédateurs dans le bassin. La particularité de ce type d’élevage est de minimiser le changement d’eau. Le renouvellement d’eau ne s’effectue qu’une seule fois par semaine (7 jours après le traitement) et ceci à raison de 6 à 30% du volume total. 2.2.5.2. L’aération Chaque bassin est équipé d’aérateurs de type paddle – wheel [cf Photo 14]. Leur puissance est de 7 CV au total pour le bassin n°1 et 4 CV de chaque pour les bassins n°2 et n°3. Ces aérateurs fonctionnent 24 h eures sur 24 pour les bassins expérimentaux, tandis que pour les autres bassins leur durée de marche varie en fonction du poids moyen du cheptel.
  • 17. 16 Photo 14 : Aérateur de type paddle Wheel (source : Auteur, 2007) 2.2.5.3. La fertilisation Pour le développement du phytoplancton dans un bassin, il faut pratiquer des fertilisations qui sont soit organiques, soit inorganiques. Deux sortes d’engrais sont utilisés pour la fertilisation de base des bassins : de l’engrais minéral (l’urée et le triple superphosphate) et de l’engrais organique (le son de riz). Cet engrais minéral permet de démarrer rapidement la production naturelle du milieu mais son action se dissipe très vite. Par contre, l’engrais organique a une action lente mais prolongée dans le temps. Il sert de relais à l’engrais minéral. Le dosage appliqué pour ces engrais est de 30 Kg/Ha pour l’urée, 8 Kg/Ha pour le triple superphosphate ou le TSP et 100 Kg/Ha pour le son de riz (Protocole Aquamen, 2003). Pour la fertilisation d’entretien, qui se fait généralement une journée après le traitement, le dosage utilisé est de 5 Kg/Ha pour l’urée et 1Kg/Ha pour le TSP. 2.2.5.4. L’amendement L’amendement d’entretien se fait lorsque le pourcentage des crevettes avec des branchies sales est élevé ou bien lorsque le fond se détériore, et ceci à raison de 100 à 160 Kg/Ha de chaux vive ou de chaux éteinte ou du carbonate de calcium ou de la dolomie. 2.2.5.5. La mesure des paramètres physico-chimiques Durant l’élevage, plusieurs paramètres de l’eau sont contrôlés dans le but de vérifier les seuils critiques qui surviennent le matin ou le soir. Ces paramètres sont l’oxygène dissous, la température, la salinité et la turbidité.
  • 18. 17 a. L’oxygène dissous et la température La mesure de l’oxygène dissous et de la température se fait tous les deux jours avec un appareil combiné de marque WTW Oxical 330i. L’heure du prélèvement est à 4h00 le matin et à 15h00 l’après-midi. b. La salinité La valeur de la salinité est également prise tous les deux jours avec un réfractomètre de poche de marque ATAGO. Le prélèvement est effectué à 15 heures. c. La turbidité Le prélèvement de la turbidité se fait quotidiennement (à 15 h) avec un disque de Secchi. 2.2.6. L’expertise, l’échantillonnage et le dénombrement 2.2.6.1. L’expertise L’expertise permet de vérifier l’état sanitaire des crevettes, c’est-à-dire l’état des branchies, la présence des nécroses, des cicatrices, des infections, … et de déterminer les périodes de mues. Il s'opère trois fois par semaine. 2.2.6.2. L’échantillonnage L’échantillonnage, par contre, permet de faire le contrôle de la croissance du cheptel. La capture se fait avec une senne de mailles de 1 mm pour les crevettes de moins de 3 grammes et avec un filet épervier de mailles de 4 à 8 mm pour les crevettes de plus de 3 grammes [cf Photo 15 et 16]. Les crevettes capturées sont pesées directement sur les bords du bassin puis comptées et remises dans l’eau. Le poids moyen des crevettes sera obtenu en divisant le poids net de la capture par leur nombre. Il suffit de soustraire le nouveau poids moyen avec celui de la semaine dernière pour avoir la croissance ou le gain de poids de la semaine. Ce nouveau poids moyen sert à calculer la biomasse en le multipliant par le nombre estimé des crevettes dans le bassin.
  • 19. 18 Photo 15 et 16 : Echantillonnage des crevettes (source : Auteur, 2007) 2.2.6.3. Le dénombrement Le dénombrement sert à estimer la densité des crevettes restantes dans un bassin au cours de l’élevage (Avalle et al. ; 2003). Il permet aussi d’avoir un aperçu sur la répartition des crevettes dans le bassin. La méthode employée consiste premièrement à lancer un filet épervier dont la surface est connue et deuxièmement à compter les crevettes capturées. Le relâchement des crevettes après le comptage devrait être fait dans le sens opposé à la nouvelle station pour éviter de recapturer les mêmes crevettes. Il faut calculer par la suite les points caractéristiques suivants : - La moyenne des captures MC : moyenne des captures - La densité estimative d : densité estimative s : ouverture du filet - L’effectif de la population N : effectif de la population S : surface total du bassin capturesdesnombre crevettesdestotalnombre MC = s capturesdesmoyenne d = SdN ×=
  • 20. 19 - La survie SRV : survie Ni : nombre initial des crevettes - La biomasse Pm : poids moyen des crevettes 2.3. LE TRAITEMENT STATISTIQUE DES DONNEES 2.3.1. L’analyse de variance ou ANOVA L’analyse des variances consiste à une comparaison simultanée de plusieurs moyennes. Ce test sera utilisé pour savoir si dans l’ensemble, le poids moyen des crevettes dans le bassin traité avec le produit EPICIN diffère de celui des crevettes élevées selon la méthode habituelle. Deux types de variances sont déterminés pour la comparaison, une variance intergroupe mettant en évidence les fluctuations d’un groupe à l’autre et une variance intragroupe représentant les fluctuations individuelles qui se produisent à l’intérieur d’un groupe. - La variance intragroupe Pour définir la variance intragroupe, on fait l’hypothèse que : Ho : hypothèse nulle : La différence observée sur les poids moyens des crevettes entre les différents bassins n’est pas significative. H1 : hypothèse alternative : la différence observée sur les poids moyens est significative. Donc le produit Epicin accélère la croissance des crevettes. La variance intragroupe ou la variance résiduelle est donnée par la formule : - La variance intergroupe La variance intergroupe ou variance factorielle est définie comme suit : 100×= iN N SRV PmNB ×= kN mxmx k ragroupe − −++− = ∑ ∑ 22 12 int )(...)( σ
  • 21. 20 Après avoir calculé la variance intragroupe et la variance intergroupe, on établit le rapport suivant : Si F<1, on peut conclure d’emblée que les moyennes ne diffèrent pas significativement. Si F>1, alors on calcule ou on recherche dans la table de SNEDECOR au seuil de 5%, par exemple, à l’intersection de la colonne υ = k – 1 et de la ligne υ = N - k la valeur de Fs. Si F > Fs, alors les moyennes diffèrent significativement dans leur ensemble au seuil de 5%. 1 )( 2 2 int − − = ∑ k Mmn ii ergroupeσ ragroupeiance ergroupeiance F érimental intvar intvar exp =
  • 22. 21 Fig 3: Les paramètres physico-chimiques du bassin I3 0 3 6 9 12 15 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21 22 23 24 Semaine O2D(ppm) 0 5 10 15 20 25 30 35 40 T°CetS% Omin Omax Tmin Tmax S% 0 3 6 9 12 15 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21 22 23 24 Semaine O2D(ppm) 0 5 10 15 20 25 30 35 40 T°CetS% Omin Omax Tmin Tmax S% Fig 4: Les paramètres physico-chimiques du bassin I8 Fig 5: Les paramètres physico-chimiques du bassin I9 0 3 6 9 12 15 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21 22 23 24 Semaine O2D(ppm) 0 5 10 15 20 25 30 35 40 T°CetS% Omin Omax Tmin Tmax S% 0 3 6 9 12 15 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21 22 23 24 Semaine O2D(ppm) 0 5 10 15 20 25 30 35 40 T°CetS% Omin Omax Tmin Tmax S% Fig 6: Les paramètres physico-chimiques du bassin S18 0 3 6 9 12 15 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21 22 23 24 Semaine O2D(ppm) 0 5 10 15 20 25 30 35 40 T°CetS% Omin Omax Tmin Tmax S% Fig 7: Les paramètres physico-chimiques du bassin S25 0 3 6 9 12 15 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21 22 23 24 Semaine O2D(ppm) 0 5 10 15 20 25 30 35 40 T°CetS% Omin Omax Tmin Tmax S% Fig 8: Les paramètres physico-chimiques du bassin S30B 0 3 6 9 12 15 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21 22 23 24 Semaine O2D(ppm) 0 5 10 15 20 25 30 35 40 T°CetS% Omin Omax Tmin Tmax S% Fig 9: Les paramètres physico-chimiques du bassin S34 Oxygène minimum (ppm) Oxygène maximum (ppm) Température minimale (°C) Température maximale (°C) Salinité (%o) Légende : PARTIE III: LES RESULTATS ET INTERPRETATIONS 3.1. LES PARAMETRES PHYSICO-CHIMIQUES Les 7 figures suivantes montrent les résultats des différents paramètres physico-chimiques mesurés sur les bassins d’élevage des crevettes au cours de l’étude. Ces paramètres sont la salinité, la température, l’oxygène dissous, la température et la turbidité. Mais faute de matériel, nous n’avons pas pu obtenir des résultats concernant le pH de l’eau.
  • 23. 22 3.1.1. La salinité En observant les courbes de la salinité, on constate qu’elles sont de même allure pour tous les bassins d’élevage. En outre, on remarque un abaissement de la valeur du début de l’élevage (novembre, décembre) au mi-février puis la valeur reste constante pendant un certain moment et continue à remonter progressivement après. La valeur moyenne hebdomadaire observée pour chaque bassin est respectivement de 4 à 38 ppt (I3), 6 à 32 ppt (I8), 5 à 32 ppt (I9), 3 à 39 ppt (S18), 4 à 29 ppt (S25), 2 à 30 ppt (S30B) et de 4 à 32 ppt pour S34. La valeur moyenne minimale de la salinité observée au sein de la ferme est donc de 2 ppt tandis que la valeur maximale est de 39 ppt. Cette valeur minimale est atteinte pendant la saison de pluie. Durant cette saison l’eau du fleuve devient douce à cause de l’écoulement trop importante de l’eau continentale. Par contre, pendant la saison chaude, on constate une augmentation de la salinité et elle atteint sa valeur maximale au mois d’octobre à novembre. Pendant la période sèche, l’eau du fleuve n’arrive pas à tamponner l’eau de mer puis sous l’action du soleil, l’évaporation se produit. D’où, cette remontée de la salinité. Selon Claude ALZIEU (1989), la salinité des eaux fluctue dans de très grandes proportions dans les zones côtières et estuariennes en raison des apports d’eau douce, variable selon le débit des fleuves et les mouvements de la marée. Même dans la ferme, la variation de la salinité n’est pas la même pour tous les bassins. Les bassins proches de la station de pompage sont affectés directement par le changement de la salinité, alors que pour les bassins qui se trouvent un peu plus éloigné de la station, on constate un certain retard. 3.1.2. La température Pour la température, les valeurs observées sont toutes supérieures à 25°C. L’amplitude de variation journalière se situe entre 0.6°C et 3°C. Pour les bassins expérimentaux, la température matinale varie entre 28.4°C à 32°C (I3), 25.2°C à 31.7°C (I8) et de 25.5°C à 31.8°C (I 9). Dans les bassins témoins, elle varie entre 28.6°C à 32°C (S18), 27.7 °C à 31.5°C ( S25), 27.1°C à 31.3°C (S30B) et entre 25.2°C à 31°C (S30). Concernant la températur e maximale ou la température de l’après-midi, les valeurs sont comprises entre 26°C et 36°C. La température est un des facteurs environnementaux les plus importants pour tous les organismes aquatiques puisqu’elle agit sur l’oxygénation des eaux, la productivité primaire source de nourriture pour l’élevage, la reproduction et la
  • 24. 23 croissance des espèces. Lorsque la température de l’eau d’élevage s’éloigne de l’optimum, la croissance du cheptel est si lente que la durée d’élevage devenue trop longue compromet la rentabilité (Barnabé, 1991). 3.1.3. L’oxygène dissous Parmi les gaz dissous, l’oxygène est celui qui joue le rôle le plus important pour la qualité biotique des eaux d’élevage. Il est utile à la respiration des organismes, facilite la dégradation des matières organiques détritiques et l’accomplissement des cycles biochimiques. La valeur matinale de l’oxygène dissous oscille autours de 3 à 4 ppm pour chaque bassin d’élevage. Mais quelque fois, elle atteint jusqu’à 6 à 8 ppm et peut descendre jusqu’à 1.7 ppm. L’après-midi, l’oxygène dissous varie entre 4.9 à 13.4 ppm. L’oxygène présent dans le bassins provient de trois sources : l’oxygène produit par le phytoplancton durant la photosynthèse, la diffusion de l’oxygène atmosphérique et enfin l’oxygène produit par les aérateurs de type paddle-wheel. La valeur de l’oxygène dissous atteint son maximum lorsque les trois sources atteignent toutes ses valeurs maximales. Dans le cas contraire, le taux d’oxygène dissous baisse. Nombreux sont les facteurs qui peuvent provoquer cette baisse : soit la faible production du phytoplancton due au temps nuageux ou la présence élevée des matières organiques ou des sédiments terrigènes, soit la faible densité du phytoplancton (eau claire), soit l’augmentation de la DBO pour la décomposition des matières organiques, telles que les phytoplancton, les restes des granulés, les cadavres de crevettes ou d’autres animaux qui se trouvent dans les bassins par les nombreux microorganismes habitant la colonne d’eau ou les substrats. Il faudra donc, vérifier rigoureusement les valeurs de l’oxygène dissous pour éviter l’asphyxie des crevettes. 3.1.4. La turbidité La turbidité de l’eau des bassins d’élevage varie entre 15 à 105 cm durant l’élevage. La turbidité des eaux est due à la présence des solides en suspension constituées par des particules minérales et organiques d’origine détritique, ainsi que par des organismes phytoplanctoniques et zooplanctoniques.
  • 25. 24 0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21 22 23 24 semaine survie(%) 0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 20 22 24 gaindepoids(g) srv I3 gp I3 Fig 10: la survie et le gain de poids hebdomadaire des crevettes dans le bassin I3 0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21 22 23 24 semaine survie(%) 0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 gaindepoids(g) srv I8 gp I8 Fig 11: la survie et le gain de poids hebdomadaire des crevettes dans le bassin I8 La turbidité modifie quantitativement et qualitativement la pénétration de la lumière dans l’eau ; elle diminue l’activité photosynthétique dans la couche euphotique, c’est-à-dire la production de phytoplancton. En somme, les valeurs de ces différents paramètres physico-chimiques sont favorables à l’élevage de crevettes malgré les quelques variations observées au cours de l’élevage. Les valeurs moyennes des paramètres physico-chimiques relevés durant l’élevage sont les suivantes : pour l’oxygène dissous, la valeur est aux environs de 4 ppm le matin et aux environs de 9 à 10 ppm l’après-midi. Pour la température, elle oscille autour de 29°C le matin et de 32°C l’après- midi. Et la moyenne de la salinité tout au long de l’élevage est de 19 ppt. Or selon la FAO (1991), les valeurs optimales pour l’élevage des crevettes sont de 29°C pour la tempér ature, 25 à 50 cm pour le Secchi, 20 ppt pour la salinité, 8.2 pour le pH et la saturation pour l’oxygène dissous. 3.2. LA CROISSANCE ET LA SURVIE DES CREVETTES D’ELEVAGE 3.2.1. Dans les bassins expérimentaux Les figures suivantes montrent les résultats de la croissance des crevettes ainsi que leur survie dans les trois bassins expérimentaux.
  • 26. 25 D’après ces 3 figures, on constate que le gain de poids du bassin I3 est largement supérieur par rapport à celui de deux autres bassins. Ce décalage est observé à partir de la seizième semaine d’élevage. Du 1er au 16e semaine, la croissance des crevettes dans les 3 bassins d’élevage est à peu près la même. Du 16e au 21e semaine d’élevage, la croissance hebdomadaire des crevettes du bassin I3 varie de 1 à 3 g. Alors que pour les deux autres bassins, elle est de 0 à 1 g. D’où cette large différence de la courbe. Pour les bassins I3, I8 et I9, le gain de poids obtenu en 24 semaines d’élevage est respectivement de 22.98 g avec 65% de mortalité, 15.78 g avec 27% de mortalité et 16.77 g avec 33% de mortalité. Ce gain de poids de 22.98 g peut être expliqué par le fait que, dans ce bassin la mortalité est très élevée. Donc, il n’y aura pas de problème de compétition entre le cheptel, c’est-à-dire la compétition pour la nourriture, la place disponible et la disponibilité en oxygène. Plus le nombre du cheptel est moindre, plus le problème lié aux facteurs environnementaux sera minime. Les crevettes seront donc à leur aise dans son environnement. Ceci explique leur croissance rapide. Par contre, dans les deux autres bassins, la croissance des crevettes est à peu près identique et la survie finale est proche l’une de l’autre. Dans ces deux bassins, la compétition entre les crevettes est très forte, car la survie reste élevée durant l’élevage. En plus, la présence d’autres espèces animales, telles que les crevettes Penaeus indicus, les crabes, les poissons (…) dans les bassins rend encore la lutte très acharnée. 3.2.2. Dans les bassins témoins Les quatre figures suivantes par contre, représentent la survie et la croissance hebdomadaire des crevettes dans les bassins témoins. 0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21 22 23 24 semaine survie(%) 0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 gaindepoids(g) srv I9 gp I9 Fig 12: la survie et le gain de poids hebdomadaire des crevettes dans le bassin I9
  • 27. 26 0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21 22 23 24 semaine survie(%) 0 2 4 6 8 10 12 14 16 gaindepoids(g) srv S18 gp S18 Fig 13: La survie et le gain de poids hebdomadaire des crevettes dans le bassin 18 0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21 22 23 24 semaine survie(%) 0 2 4 6 8 10 12 14 16 gaindepoids(g) srv S25 gp S25 Fig 14: La survie et le gain de poids hebdomadaire des crevettes dans le bassin S25 0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21 22 23 24 semaine survie(%) 0 2 4 6 8 10 12 14 16 gaindepoids(g) srv S30B gp S30B Fig 15: La survie et le gain de poids hebdomadaire des crevettes dans le bassin S30B 0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21 22 23 24 semaine survie(%) 0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 gaindepoids(g) srv S34 gp S34 Fig 16: La survie et le gain de poids hebdomadaire des crevettes dans le bassin S34
  • 28. 27 En observant ces figures, on remarque directement que les gains de poids des crevettes à la fin de l’étude sont tous inférieurs à 16 g sauf pour le bassin S 34. Dans ce dernier, la mortalité est très élevée, car elle a atteint jusqu’à 70% à la fin de l’étude. Alors que les autres bassins ont une survie supérieure à 60%. Le gain de poids final des crevettes dans les bassins témoins durant la même durée d’élevage est de 13.71g (S18), 14.19g (S25), 15.01g (S30B) et 16.08g (S34). Dans les bassins témoins, la croissance du cheptel ne présente pas de grande variation comme dans le cas des bassins expérimentaux. Mais par contre, la courbe de croissance des crevettes dans chaque bassin diffère l’une de l’autre. Certain bassin a mis beaucoup de temps pour accroître et le gain de poids hebdomadaire est très faible. Durant les 12 premières semaines, le poids moyen obtenu est de 0.1g à 0.9g. Dans le bassin S18 et S25, la croissance des crevettes est très faible à partir de la 18ème semaine et le poids moyen reste stationnaire pour ces deux bassins. Cet arrêt de croissance peut être lié au stress du cheptel dû au changement de son milieu environnant, plus précisément la turbidité de l’eau d’élevage. La croissance des crevettes dans les bassins témoins est donc moindre par rapport à celle des bassins expérimentaux. Deux hypothèses peuvent être avancées pour expliquer cette différence. Soit, Le produit EPICIN a peut-être fait son travail d’améliorer le milieu d’élevage et facilite ainsi la croissance des crevettes dans les bassins expérimentaux. Soit cette différence est peut-être due aux dimensions des bassins d’élevage, car il ne faut pas oublier que les bassins expérimentaux sont plus petits que les bassins témoins. Et même si les densités d’élevage sont toutes au voisinage de 22 individus/m2, la conduite de l’élevage est plus facile dans le petit bassin que dans le grand bassin. Dans le grand bassin, la gestion de l’aliment est difficile, car lors de la distribution, on a tendance à bien répartir l’aliment dans toute la partie du bassin alors que la répartition des crevettes n’est pas homogène dans le bassin. L’aliment distribué dans les zones inhabitées est donc une perte pour l’élevage et réduisant ainsi la ration des crevettes. La croissance du cheptel est ralentit. 3.2.3. Les causes de la mortalité du cheptel Dans la ferme une baisse de la survie de 1% par semaine est acceptée. Les facteurs conduisant à la mortalité du cheptel sont la variation des facteurs environnementaux, la présence des prédateurs dans les bassins d’élevage, tels que les
  • 29. 28 poissons carnivores, les crabes, les crevettes elles-mêmes par cannibalisme ou à l’extérieur (les oiseaux). Photo 19, 20 et 21 : crevettes victimes de cannibalisme (source : Voriasy, 2004) D’après Luc Della Patrona (2005), la survie finale des crevettes en élevage dépend de la qualité des post-larves produites en écloserie. Elle dépend aussi de la saison d’ensemencement des post-larves, de la densité de mise en charge, de l’état du fond du bassin. Et il ne faut pas oublier le plus important, l’alimentation. Mais l’utilisation d’un aliment composé ne suffit pas pour obtenir des résultats corrects en terme de croissance et de survie, pour cela différents facteurs rentrent en jeu, tels que : la formulation de l’aliment et la qualité des ingrédients, la méthode de fabrication et les caractéristiques physiques du granulé, la manipulation et le stockage, la méthode et le régime de distribution et enfin l’environnement aquatique et la production naturelle (Avalle et al., 2003). D’après les résultats de la croissance et la survie des crevettes, on a pu constater que le bassin I3 et S25 a la plus faible valeur qui est respectivement de 35% et 30%. Cette forte perte est généralement due à la détérioration du fond du bassin et au manque d’oxygène. Par exemple dans le bassin I3, des boues noirâtres avec une A : Crevette à péréiopodes coupés par cannibalisme B : Crevette morte à la suite d’un cannibalisme A B Photo 17 : Poissons dans le bassin Photo 18 : Crabe Scylla serrata (Source : Auteur, 2007)
  • 30. 29 Photo 22 : Lab-lab (Source : Auteur, 2007) odeur nauséabonde sont observées sur le fond du bassin et des masses gluantes de couleur verte flottent à la surface, surtout sur les extrémités du bassin. Cette masse est nommée « lab lab » [cf Photo 22]. Elle empêche la pénétration de la lumière solaire et l’échange avec l’atmosphère. Ce qui provoque une diminution de la teneur en oxygène dissous. Plusieurs des résidus de la culture de crevette s’accumulent sur le fond du bassin. Cette accumulation a plusieurs effets néfastes sur la crevette et l’opération de l’étang. Ce sédiment devient anoxique (manque en oxygène), et contient des substances toxiques, telles que l’ammoniaque, le nitrite et le sulfure d’hydrogène. Les crevettes tendent à éviter ces secteurs souillés et se rassemblent dans des secteurs plus propres. Le rassemblement réduit le secteur pour l’alimentation, qui augmente la concurrence pour la nourriture et augmente également la densité. Si le fond entier du bassin est couvert par le sédiment toxique, les crevettes sont forcées de vivre là-dessus. Dans cet environnement, la crevette souffrira. Une grande quantité de sédiment toxique diminuera également la qualité de l’eau. Le fond et l’eau du bassin de qualité inférieure causent des effets à court et à long terme sur la crevette. L’effet à court terme est la mortalité en masse, tandis que l’effet à long terme est l’effort accru, qui cause la réduction de l’alimentation et du taux de croissance et la plus grande susceptibilité aux maladies infectieuses. 3.3. L’ALIMENTATION ET L’INDICE DE CONVERSION L’indice de conversion exprime la quantité d’aliment nécessaire à la production de biomasse de crevettes. La rentabilité de la production est directement liée au taux de conversion final puisque l’aliment intervient pour 35 à 40 % dans le coût de production des crevettes (Avalle et al., 2003). Le tableau suivant donne les résultats de l’indice de conversion par semaine pour chaque bassin et l’indice de conversion cumulé. L’indice de conversion par semaine est le rapport entre l’aliment consommé durant la semaine et la biomasse obtenue durant cette même semaine. Alors que l’indice de conversion cumulé est le rapport entre l’aliment total consommé durant l’élevage et la biomasse actuelle des crevettes dans le bassin.
  • 31. 30 semaine I3 I8 I9 S18 S25 S30B S34 Sem Cum Sem Cum Sem Cum Sem Cum Sem Cum Sem Cum Sem Cum 1 1,33 1,33 0,07 1,80 0,21 2,64 0,50 0,26 0,38 0,66 0,15 0,15 0,33 0,33 2 0,88 1,60 0,37 1,37 0,30 1,66 1,11 0,45 2,68 0,91 0,81 1,28 0,46 0,90 3 1,10 1,39 0,58 1,11 0,50 1,22 0,86 0,56 1,11 0,97 2,28 1,49 2,41 1,12 4 0,78 1,14 2,29 1,22 0,71 1,09 0,37 0,48 0,39 0,69 6,33 1,93 10 1,57 5 1,45 1,20 0,79 1,12 6,53 1,26 0,63 0,73 0,56 0,65 1,44 1,77 1,83 1,68 6 1,60 1,28 1,30 1,15 0,88 1,16 0,60 0,68 10 0,87 1,87 1,64 2,27 1,78 7 1,82 1,38 0,76 1,07 1,01 1,13 0,88 0,71 1,89 1,00 3,03 1,97 2,13 1,85 8 2,00 1,25 1,17 1,09 3,91 1,28 1,39 0,79 1,18 1,04 3,07 2,16 4,09 2,07 9 2,04 1,33 1,89 1,18 1,20 1,27 3,15 0,90 2,52 1,17 3,31 2,32 2,79 2,17 10 10 1,51 10 1,48 2,51 1,41 2,51 1,02 1,54 1,23 2,87 2,41 10 2,61 11 2,23 1,59 3,45 1,69 9,18 1,68 0,76 0,96 1,77 1,30 9,74 2,78 3,66 2,74 12 1,20 1,55 2,29 1,78 1,80 1,69 1,83 1,05 1,94 1,37 2,02 2,58 1,68 2,53 13 1,22 1,52 3,41 1,92 4,35 1,85 1,16 1,07 2,64 1,49 2,35 2,54 2,24 2,49 14 1,81 1,54 1,57 1,86 4,05 1,98 0,98 1,05 7,95 1,69 1,98 2,44 5,72 2,65 15 2,54 1,63 2,27 1,90 9,38 2,19 8,48 1,24 3,75 1,83 1,58 2,29 10 2,92 16 3,14 1,74 2,62 1,93 1,23 2,11 3,44 1,39 3,17 1,92 2,25 2,28 0,57 2,72 17 1,31 1,69 2,59 1,96 10 2,20 1,86 1,44 1,98 1,93 1,45 2,18 0,56 2,55 18 6,06 1,82 10 2,05 4,84 2,26 0,86 1,32 10 2,07 0,61 2,09 0,84 2,47 19 4,85 1,92 10 2,32 3,23 2,33 10 1,53 10 2,35 2,98 2,10 10 2,58 20 1,57 1,89 3,24 2,36 3,18 2,37 2,08 1,57 10 2,60 0,79 2,04 20 2,84 21 10 2,24 20 2,52 4,99 2,45 10 1,69 10 2,72 10 2,15 20 3,14 22 10 2,82 5,20 2,62 3,32 2,50 10 1,75 10 2,79 20 2,30 20 3,61 23 10 3,42 4,11 2,70 20 2,70 10 1,82 10 2,93 3,96 2,35 20 4,46 24 4,60 3,49 13 2,88 8,14 2,86 10 1,96 20 3,03 20 2,49 20 5,56 Tableau 8 : Indice de conversion hebdomadaire et cumulé durant l’élevage Les indices de conversion obtenus pour les 7 bassins d’élevage (I3, I8, I9, S18, S25, S30B, S34) sont respectivement de 3.49, 2.88, 2.86, 1.96, 3.03, 2.49, 5.56. D’après ces résultats, on constate que, seul le bassin S18 a l’indice de conversion inférieur à 2. Or d’après les auteurs cités ci-dessus, si l’indice de conversion dépasse 2.5, la rentabilité devient aléatoire. Plusieurs hypothèses peuvent être avancées pour expliquer ces valeurs élevées de l’indice de conversion : - La mauvaise estimation de la biomasse actuelle des crevettes dans le bassin ; - La présence des compétiteurs dans le bassin d’élevage qui consomment les granulés mis dans les mangeoires et faussent ainsi les résultats obtenus ; - La mauvaise gestion de l’alimentation vis-à-vis des facteurs environnementaux et de la mue ; - Quand les crevettes disposent à la fois de nourriture naturelle (proies vivantes, végétation, dérivés organiques divers) et de granulés, il est difficile d’estimer la quantité de granulés qu’il convient de distribuer (d’autant plus que l’on connaît
  • 32. 31 mal la biomasse des animaux d’élevage) ; il est plus difficile encore de déterminer la composition théorique idéale de l’aliment qui sert de complément à la nourriture naturelle (IFREMER, 1988). 3.4. LA COMPARAISON DES RESULTATS OBTENUS Comme nous l’avons avancé précédemment, cette étude a pour objectif d’améliorer les conditions de vie des crevettes d’élevage, afin d’améliorer les rendements. Plusieurs données seront comparées ci-après pour pouvoir tirer une conclusion sur le traitement effectué. 3.4.1. Le poids moyen D’après la figure 18, on peut en déduire que la croissance est meilleure pour les bassins traités avec le produit EPICIN. Mais pour vérifier scientifiquement si la différence entre des poids moyens des crevettes obtenus dans les 7 bassins d’élevage est significative ou non, une analyse statistique a été faite. Cette analyse n’est autre que l’analyse de variance de Fisher ou l’ANOVA (Analysis Of Variance). Figure 18 : Histogramme du gain de poids et de la survie des crevettes Le tableau 9 donne le résultat des poids moyens final dans les bassins traités et non traités avec le produit Epicin. A partir de ces données sont tirées la variance intragroupe et la variance intergroupe permettant de comparer les deux types de bassins. 22,98 35 15,78 73 16,77 67 13,71 76 14,19 60 15,01 67 16,08 30 0 10 20 30 40 50 60 70 80 I3 I8 I9 S18 S25 S30B S34 poids moyen (g) survie (%)
  • 33. 32 Bassins traités Bassins non traités Ni : nombre de résultats 3 4 Ni= 7 Poids moyens (g) 22.98 15.78 16.77 13.71 14.19 15.01 16.08 mi : moyenne 18.51 14.75 Tableau 9 : Résultats de l’élevage Fexp = 24.72 / 6.74 = 3.67 61.61 5 =F Fs au seuil de 5% est 6.61 Fexp < Fs au seuil de 5%. Au seuil de 5%, on peut affirmer que les poids moyens des crevettes ne diffèrent pas significativement dans leur ensemble. A partir de ce résultat, on pourra conclure que les poids moyens des crevettes obtenus selon les deux modes d’élevage sont statistiquement identiques. Comme si les crevettes sont élevées dans les mêmes conditions d’élevage. 3.4.2. Les intrants consommés Après avoir comparé les poids moyens de crevettes, nous allons maintenant confronter les intrants consommés par chacun des bassins durant les 24 semaines d’élevage. Ces intrants ne sont autres que la chaux, les fertilisants minéraux et organiques, les produits de traitement (TSC, EPICIN,…) et les granulés. 74.6 27 23.346.302 int = − + =ragroupeσ 72.24 12 72.242 int = − =ergroupeσ
  • 34. 33 BASSINS TRAITÉS BASSINS TÉMOINS I3 I8 I9 M(Kg/ha) S18 S25 S30B S34 M(Kg/ha) Chaux Dolomie 240 240 240 100 500 600 300 300 123,58 CaCO3 0 0 0 0 4250 3550 3200 2750 992,14 Ca(OH)2 0 0 0 0 1560 1560 5400 750 716,08 CaO 2400 2400 2400 1000 5300 3150 3120 3000 1022,50 TOTAL 2640 2640 2640 1100 11610 8860 12020 6800 2854,31 Fertilisants Urée 84 120 132 47 284 120 90 105 39,65 TSP 21,6 28,8 31,2 11 57,4 24 24 24 8,71 SDR 280 240 240 106 630 300 300 300 104,72 Traitements TSC 600 600 600 250 1300 900 850 750 269,65 EPICIN 62.4 62.4 62.4 26 0 0 0 0 0 Sucre 251 251 251 105 0 0 0 0 0 Granulés 14928 18401 17629 7078 23848 17428 17220 17677 5485,32 Tableau 10 : Les intrants consommés durant l’élevage TSP : triple superphosphate TSC : Tea seed cake SDR : son de riz M : moyenne D’après ce tableau on peut dire que la quantité des chaux utilisées est réduite d’un tiers dans les bassins traités. Car on n’utilise plus de la chaux pour l’entretien du bassin. Cette tâche est désormais attribuée au produit EPICIN. En revanche, cette quantité de chaux est remplacée par le produit EPICIN et le sucre. Pour les fertilisants, le TSC et les granulés, la consommation est à peu près la même. En somme, quatre types de résultats sont montrés dans cette partie : les valeurs des paramètres physico-chimiques du milieu d’élevage, la croissance et la survie des crevettes d’élevage, l’indice de conversion et en dernier lieu la comparaison de quelques données. Pour les paramètres physico-chimiques, les valeurs obtenues ne s’écartent pas de la norme donnée par la FAO pour la qualité de l’eau d’élevage. En ce qui concerne la croissance, le gain de poids de crevettes durant les 24 semaines d’élevage est compris entre 13 et 17 g, sauf pour le bassin I3, où le gain de poids a atteint 23 g. Mais, la comparaison statistique a révélé que cette différence n’est pas significative. La survie, par contre, va de 76% jusqu’à 30% pour quelques bassins. Enfin, l’indice de conversion final varie de 1.96 à 5.56 pour les 7 bassins d’élevage.
  • 35. 34 CONCLUSION Depuis le commencement de l’élevage moderne de crevette en 1933, de nombreuses recherches ont été effectuées pour améliorer la technique d’élevage, plus précisément le rendement. La société AQUAMEN, où j’ai effectué mon stage de fin d’étude a profité de la dernière invention de la société Epicore Bionetworks Inc, le produit EPICIN. C’est un produit issu des microbes naturels permettant de traiter le bassin d’élevage. Ce produit n’a donc rien avoir avec les autres produits chimiques de traitement, car c’est un produit biologique. Durant les 24 semaines d’élevage effectuées sur les 7 bassins dont 3 bassins pour le test et 4 bassins comme témoins, nous avons obtenu les résultats des paramètres physico-chimiques suivants : pour la salinité de 4 à 38 ppt (I3), 6 à 32 ppt (I8), 5 à 32 ppt (I9), 3 à 39 ppt (S18), 4 à 29 ppt (S25), 2 à 30 ppt (S30B) et de 4 à 32 ppt pour S34 et la température est toujours supérieure à 25°C durant l’élevage. En ce qui concerne la turbidité elle varie entre 15 et 105 cm pour tous les bassins ; pour l’oxygène dissous, la valeur matinale est en moyenne de 3 ppm et l’après-midi autour de 9 ppm. Les crevettes ont eu comme gain de poids de 22.98 g (I3), 15.78 g (I8), 16.77 g (I9), 13.71g (S18), 14.19g (S25), 15.01g (S30B) et 16.08g (S34) et la survie finale est respectivement de 35%, 73%, 67%,76%, 60%, 67% et 30%. Enfin pour l’indice de conversion, les valeurs sont toutes assez élevées, car elles sont de 3.49, 2.88, 2.86, 1.96, 3.03, 2.49 et 5.56. La comparaison des bassins sur le gain de poids par l’analyse de variance de Fisher a révélé que la différence n’est pas significative. Par conséquent, la croissance des crevettes dans les deux types d’élevage est identique du point de vue statistique. Le suivi du poids moyen n’est pas suffisant pour vérifier l’action du produit EPICIN lors du traitement. D’autres paramètres devront être considérés avant de tirer une décision concluante. De ce fait, il est recommander de : Faire des analyses sur le taux d’ammoniaque, de nitrite, de nitrate et du sulfure d’hydrogène, au moins, au début et à la fin de chaque traitement pour savoir les quantités absorbées par les microbes de l’EPICIN ; la connaissance du taux de ces déchets d’élevage permet d’ajuster la quantité du produit EPICIN à utiliser pour le prochain traitement ;
  • 36. 35 Faire la mesure du carbone organique total (COT), d’azote de Kjeldahl total (TKN) et la demande biologique en oxygène (DBO). Cette mesure fournira quelques informations utiles pour la gestion de l’élevage ; Faire le suivi de la flore bactérienne dans le bassin d’élevage, car la connaissance de cette donnée permet de vérifier que les microbes du produit EPICIN se développent ou non dans le milieu d’élevage. D’après Vasudevan (2004), les sédiments marins contiennent naturellement des bactéries, telles que Bacillus subtillis, Bacillus circulans, Bacillus megaterium, Bacillus polymyxa et Bacillus licheniformis. Il serait donc intéressant d’exploiter ces bactéries pour l’auto-épuration des bassins d’élevage, car ces bactéries s’adaptent déjà à son milieu qui est le bassin d’élevage. En plus, rien ne garantit que les bactéries dans le produit EPICIN seront bien adaptées aux conditions dans l’étang et qu’elles ne concurrenceront pas les espèces naturelles vivant dans l’étang. Pour lutter contre les effets néfastes du lab-lab, il est primordial de respecter la profondeur idéale à son développement car ce sont des algues benthiques qui se développent au fond du bassin et participent à l’oxygénation du bassin.
  • 37. 36 BIBLIOGRAPHIE [1]. ANONYME ; 2003. Le contexte de la pêche crevettière. pp 1-51 [2]. AVALLE Olivier, MILLOUS Olivier, VIRMAUX Jean-François ; 2003. Guide pour l’élevage de la crevette en zone tropicale. 92p. [3]. BARNABE Gilbert ; 1991. Bases biologiques et écologiques de l’aquaculture. Techniques et Documentation (Lavoisier). Publ. Paris. 500p. [4]. CALVAS Jacques ; 1989. aquaculture des crevettes Pénéides tropicales. Etat actuel de la production dans le monde et perspectives de recherche 1989- 1993. DRV-89.035-RA/TAHITI. IFREMER. 163p. [5]. FAO ; 1991. Manuel pratique pour l’élevage de Penaeus monodon en bassin. FAO MAG/88/006 “Ferme pilote d'aquaculture de crevettes”, à Nosy Be, Madagascar. 30p. [6]. FEGAN Dan; 2002. The shrimp pond environment. Shrimp Biotechnology Business Unit .BIOTEC Thailand. [7]. GOOGLE EARTH; 2007. Encyclopedia. [8]. IFREMER, 1988. Actes de colloques n°8. pp 241- 246 [9]. JAMET J. et LAGOIN Y. ; sd. Manuel des pêches maritimes tropicales. Tome 1. Océanographie appliquée aux pêches. 447p. [10]. JOACHIM Leslie Donna ; 2005. Etude du Green Water de Tilapia mossambica utilisé en élevage larvaire de Penaeus monodon. Mém. Tech Sup. Mer et Littoral. IH.SM. univ Toliara. 23p. [11]. LAUBIER Annie ; 1989. In Aquaculture. G. BARNABE, Techniques et Documentation (Lavoisier). Publ. Paris. 1024p. [12]. PATRONA Luc Della ; 2005. Analyse des résultats d’une ferme d’élevage de crevettes sur 20 années : SODACAL 1984-2004. « Elasticité » de la capacité de production d’un écosystème bassin crevetticole. Rapports Scientifiques et Techniques. Ifremer/DAC/RST. 2005.02. 48p.
  • 38. 37 [13]. PHAM Dominic ; 2006. La reproduction des crevettes : du géniteur à la post- larve. IFREMER Nouvelle - Calédonie. 10p. [14]. PRIMAVERA ; 1979. In La reproduction des crevettes : du géniteur à la post- larve. PHAM Dominic, 2006.IFREMER Nouvelle - Calédonie. 10p. [15]. PROTOCOLE D’ELEVAGE AQUAMEN ; 2003 [16]. RALISAONA Bartali Léandro ; 2002. Valorisation des crevettes déclassées aux mises en norme ISO à l’usine Tsangajoly (AQUAMEN E.F) Morondava. Mém Tech Sup. Mer et Littoral. IH.SM. univ Toliara. 20p. [17]. RANDRIANIRINA Noël L.J. ; 2004. Evaluation en qualité de Vibrio du milieu d’élevage larvaire (Penaeus monodon) au sein de l’écloserie du CDCC. Mém. Tech Sup. Mer et Littoral. IH.SM. Univ. Toliara. 25p. [18]. RASOANAIVO Thierry M. ; 2004. Etude de post-larves de Penaeus monodon et les conditions d’élevage en nursery vis-à-vis de la survie en raceway. Cas de la ferme Aqualma Besalampy. Mém. MaST. Mer et Littoral. IH.SM. Univ. Toliara. 48p. [19]. VASUDEVAN ; 2004. In The Global Aquaculture Advocate Probiotics enhancement of soil, water quality examined. Volume 7, Issue 2, P-32, April 2004. [20]. VIJAYARAGHAVAN ; 2004. In The Global Aquaculture Advocate Probiotics enhancement of soil, water quality examined. Volume 7, Issue 2, P-32, April 2004. Sources électroniques: [1]. www.epicorebionet.com/aqua [2]. www.gaalliance.org/probiotic [3]. www.nurturetech.net/epicin
  • 39. 38 SOMMAIRE INTRODUCTION.........................................................................................................1 PARTIE I: LA GENERALITE ..................................................................................2 1.1. LA PRESENTATION SUCCINCTE DE LA SOCIETE ...........................................2 1.1.1. La localisation géographique......................................................................2 1.1.2. Les différentes unités de production..........................................................2 1.2. LES CREVETTES DANS SON MILIEU D’ELEVAGE ...........................................5 1.2.1. L’environnement des crevettes..................................................................5 1.2.2. Les problèmes fréquemment rencontrés durant l’élevage......................6 1.2.2.1. Les sources de pollution.......................................................................6 1.2.2.2. Les micro-organismes pathogènes......................................................7 PARTIE II: LA METHODOLOGIE..........................................................................8 2.1. LE PRODUIT EPICIN...........................................................................................8 2.1.1. La description du produit ............................................................................8 2.1.2. Les éléments constitutifs ............................................................................8 2.1.3. Les facteurs limitant la croissance de ces bactéries ................................9 2.1.4. Le mode d’action..........................................................................................9 2.1.5. Le déroulement du nettoyage par les bactéries ......................................10 2.1.6. La réactivation du produit EPICIN.............................................................10 2.1.7. Le mode de traitement ...............................................................................11 2.2. LA CONDUITE DE L’ELEVAGE .........................................................................12 2.2.1. Les bassins d’élevage................................................................................12 2.2.1.1. La description des bassins.................................................................12 2.2.1.2. La préparation des bassins.................................................................12 2.2.2. La densité d’élevage ..................................................................................13 2.2.3. L’ensemencement ......................................................................................13 2.2.4. L’alimentation.............................................................................................14 2.2.4.1. Le type d’aliment..................................................................................14 2.2.4.2. La ration journalière ............................................................................14 2.2.4.3. La fréquence et les horaires de distribution......................................14 2.2.5. La gestion de l’eau .....................................................................................15 2.2.5.1. Les renouvellements d’eau.................................................................15
  • 40. 39 2.2.5.2. L’aération..............................................................................................15 2.2.5.3. La fertilisation ......................................................................................16 2.2.5.4. L’amendement......................................................................................16 2.2.5.5. La mesure des paramètres physico-chimiques ................................16 a. L’oxygène dissous et la température......................................................17 b. La salinité ..................................................................................................17 c. La turbidité ................................................................................................17 2.2.6. L’expertise, l’échantillonnage et le dénombrement ................................17 2.2.6.1. L’expertise............................................................................................17 2.2.6.2. L’échantillonnage.................................................................................17 2.2.6.3. Le dénombrement................................................................................18 2.3. LE TRAITEMENT STATISTIQUE DES DONNEES.............................................19 2.3.1. L’analyse de variance ou ANOVA .............................................................19 PARTIE III: LES RESULTATS ET INTERPRETATIONS...............................21 3.1. LES PARAMETRES PHYSICO-CHIMIQUES ..................................................... 21 3.1.2. La température ..........................................................................................22 3.1.3. L’oxygène dissous ....................................................................................23 3.1.4. La turbidité.................................................................................................23 3.2. LA CROISSANCE ET LA SURVIE DES CREVETTES D’ELEVAGE..................24 3.2.1. Dans les bassins expérimentaux ..............................................................24 3.2.2. Dans les bassins témoins..........................................................................25 3.2.3. Les causes de la mortalité du cheptel......................................................27 3.3. L’ALIMENTATION ET L’INDICE DE CONVERSION..........................................29 3.4. LA COMPARAISON DES RESULTATS OBTENUS...........................................31 3.4.1. Le poids moyen ..........................................................................................31 3.4.2. Les intrants consommés ...........................................................................32 CONCLUSION.............................................................................................................34 BIBLIOGRAPHIE ....................................................................................................36
  • 41. 40 LISTE DES TABLEAUXLISTE DES TABLEAUXLISTE DES TABLEAUXLISTE DES TABLEAUX Tableau 1 : Norme de qualité d’eau de mer pour l’élevage des crevettes .....................6 Tableau 2 : Période du traitement et quantité des produits .........................................11 Tableau 3 : Description des bassins............................................................................12 Tableau 4 : Densité d’élevage .....................................................................................13 Tableau 5 : Nombre et poids moyens des juvéniles ....................................................13 Tableau 6 : Nombre de distribution d’aliment ..............................................................15 Tableau 7 : Horaire de distribution et pourcentage de la ration ...................................15 Tableau 8 : Indice de conversion hebdomadaire et cumulé durant l’élevage ..............30 Tableau 9 : Résultats de l’élevage...............................................................................32 Tableau 10 : Les intrants consommés durant l’élevage.................................................33 LISTE DES FIGURESLISTE DES FIGURESLISTE DES FIGURESLISTE DES FIGURES Figure 1 : Déroulement de la production de crevettes...................................................3 Figure 2 : Environnement des crevettes d’élevage........................................................5 Figure 3 : Les paramètres physico-chimiques du bassin I3.........................................21 Figure 4 : Les paramètres physico-chimiques du bassin I8.........................................21 Figure 5 : Les paramètres physico-chimiques du bassin I9.........................................21 Figure 6 : Les paramètres physico-chimiques du bassin S18......................................21 Figure 7 : Les paramètres physico-chimiques du bassin S25......................................21 Figure 8 : Les paramètres physico-chimiques du bassin S30B ...................................21 Figure 9 : Les paramètres physico-chimiques du bassin S34......................................21 Figure 10 : La survie et le gain de poids hebdomadaire des crevettes dans le bassin I3..........................................................................................24 Figure 11 : La survie et le gain de poids hebdomadaire des crevettes dans le bassin I8..........................................................................................24 Figure 12 : La survie et le gain de poids hebdomadaire des crevettes dans le bassin I9..........................................................................................25 Figure 13 : La survie et le gain de poids hebdomadaire des crevettes dans le bassin S18 ......................................................................................26 Figure 14 : La survie et le gain de poids hebdomadaire des crevettes dans le bassin S25 ......................................................................................26
  • 42. 41 Figure 15 : La survie et le gain de poids hebdomadaire des crevettes dans le bassin S30B....................................................................................26 Figure 16 : La survie et le gain de poids hebdomadaire des crevettes dans le bassin S34 ......................................................................................26 Figure 17 : Histogramme du gain de poids et de la survie des crevettes ......................31 LISTE DES PHOTOSLISTE DES PHOTOSLISTE DES PHOTOSLISTE DES PHOTOS Photo 1 : Bassin d’élevage de Tsangajoly ...................................................................2 Photo 2 : Usine de traitement .......................................................................................2 Photo 3 : Ferme de Tsangajoly 1..................................................................................3 Photo 4 : Ferme de Tsangajoly 2..................................................................................3 Photo 5 : Ecloserie d’Ambararata 1 ..............................................................................3 Photo 6 : Ecloserie d’Ambararata 2 ..............................................................................3 Photo 7 : Types d’emballages du produit EPICIN.........................................................8 Photo 8 : Produit EPICIN ..............................................................................................8 Photo 9 : Préparation du produit EPICIN 1 .................................................................11 Photo 10 : Préparation du produit EPICIN 2 .................................................................11 Photo 11 : Moine d’entrée.............................................................................................12 Photo 12 : Amendement calcaire..................................................................................12 Photo 13 : Sac des granulés pour les crevettes............................................................14 Photo 15 : Echantillonnage des crevettes avec un filet épervier...................................18 Photo 16 : Echantillonnage des crevettes avec une senne ..........................................18 Photo 17 : Poissons dans le bassin..............................................................................28 Photo 18 : Crabe Scylla serrata....................................................................................28 Photo 19 : Crevette à péréiopodes coupés par cannibalisme.......................................28 Photo 20 et 21 : Crevette morte à la suite d’un cannibalisme........................................28 Photo 22 : Lab – lab......................................................................................................29 LISTE DES CARTESLISTE DES CARTESLISTE DES CARTESLISTE DES CARTES Carte 1 : Carte de Madagascar....................................................................................3 Carte 2 : Coupe de la carte de Morondava ..................................................................3
  • 43. 42 Bassin de 2 à 2.4 Ha Bassin de 4 à 5.5 HaBassin de 3 HaBassin de 1 Ha Bassin de 7 à 8 Ha BA1 BA2 Annexe1: Plandemassedelaferme
  • 44. 43 Type d’aliment GREEN LABEL LFL VDS Code N°1 N°2 N°3 N°4 N°5 IC/0 IPG/0 IG/0 N°2 N°3 N° 4 N°5 Caractère Crumble Pellet Crumble Pellet Crumble Pellet Définition Starter Grower Starter Pregrower Grower Starter Grower Humidité (%) 10 10 10 Protéine (%) 40 39 38 41 40 40 38 36 Lipide (%) 4 6.5 – 12 9 Fibre (%) 5 2.5 2.5 Cendre (%) 16 11 14 Calcium (%) 2.3 2.3 Phosphate (%) 0.7 0.7 Cholestérol (%) 0.2 0.25 Taille de l’aliment (mm) 1 – 1.4 1.4 - 2 1.8 2.2 1.4 - 2 1.8 2.2 1 – 1.5 1.5 - 2 2.2 x 2 - 4 2.5 x 3 - 5 Poids de crevettes (g) PL 25 - 1 1 - 3 3 – 10 > 10 2 semaines avant pêche 1 - 3 3 - 10 > 10 PL 25 - 2 2 - 5 5 - 15 > 12 Annexe2: Compositiondesgranulés
  • 45. 44 Annexe 3 : La table du taux de nutrition théorique Pm (g) TNT (%) Pm (g) TNT (%) Pm (g) TNT (%) Pm (g) TNT (%) Pm (g) TNT (%) 0.5 0.6 0.7 0.8 0.9 1 1.1 1.2 1.3 1.4 1.5 1.6 1.7 1.8 1.9 2 2.1 2.2 2.3 2.4 2.5 2.6 2.7 2.8 2.9 3 3.1 3.2 3.3 3.4 3.5 3.6 3.7 3.8 3.9 4 4.1 4.2 4.3 4.4 4.5 4.6 20 19.38 18.71 18.04 17.37 16.70 16.03 15.36 14.69 14.02 13.35 12.68 12.01 11.34 10.67 10 9.70 9.40 9.10 8.80 8.50 8.20 7.90 7.60 7.30 7 6.90 6.80 6.70 6.60 6.50 6.40 6.30 6.20 6.10 6 5.90 5.80 5.70 5.60 5.50 5.40 4.7 4.8 4.9 5 5.1 5.2 5.3 5.4 5.5 5.6 5.7 5.8 5.9 6 6.1 6.2 6.3 6.4 6.5 6.6 6.7 6.8 6.9 7 7.1 7.2 7.3 7.4 7.5 7.6 7.7 7.8 7.9 8 8.1 8.2 8.3 8.4 8.5 8.6 8.7 8.8 5.30 5.20 5.10 5 4.90 4.80 4.70 4.60 4.50 4.40 4.30 4.20 4.10 4 3.97 3.94 3.91 3.88 3.85 3.82 3.79 3.76 3.73 3.70 3.68 3.66 3.64 3.62 3.60 3.58 3.56 3.54 3.52 3.50 3.48 3.46 3.44 3.42 3.40 3.38 3.36 3.34 8.9 9 9.1 9.2 9.3 9.4 9.5 9.6 9.7 9.8 9.9 10 10.1 10.2 10.3 10.4 10.5 10.6 10.7 10.8 10.9 11 11.1 11.2 11.3 11.4 11.5 11.6 11.7 11.8 11.9 12 12.1 12.2 12.3 12.4 12.5 12.6 12.7 12.8 12.9 13 3.32 3.30 3.26 3.22 3.18 3.14 3.10 3.08 3.06 3.04 3.02 3 2.96 2.92 2.88 2.84 2.80 2.78 2.76 2.74 2.72 2.70 2.68 2.66 2.64 2.62 2.60 2.59 2.58 2.57 2.56 2.55 2.54 2.53 2.52 2.51 2.50 2.49 2.48 2.47 2.46 2.45 13.1 13.2 13.3 13.4 13.5 13.6 13.7 13.8 13.9 14 14.1 14.2 14.3 14.4 14.5 14.6 14.7 14.8 14.9 15 15.1 15.2 15.3 15.4 15.5 15.6 15.7 15.8 15.9 16 16.1 16.2 16.3 16.4 16.5 16.6 16.7 16.8 16.9 17 17.1 17.2 2.44 2.43 2.42 2.41 2.40 2.38 2.37 2.36 2.33 2.32 2.30 2.29 2.28 2.27 2.27 2.25 2.24 2.23 2.21 2.20 2.18 2.16 2.14 2.12 2.10 2.08 2.06 2.04 2.02 2 1.98 1.96 1.94 1.92 1.90 1.88 1.88 1.87 1.87 1.86 1.85 1.85 17.3 17.4 17.5 17.6 17.7 17.8 17.9 18 18.1 18.2 18.3 18.4 18.5 18.6 18.7 18.8 18.9 19 19.1 19.2 19.3 19.4 19.5 19.6 19.7 19.8 19.9 20 21 22 23 24 25 26 27 28 29 30 1.84 1.84 1.83 1.82 1.82 1.81 1.81 1.80 1.78 1.78 1.77 1.77 1.76 1.75 1.75 1.74 1.74 1.73 1.72 1.72 1.71 1.71 1.70 1.68 1.66 1.64 1.62 1.60 1.55 1.50 1.45 1.40 1.35 1.30 1.25 1.20 1.15 1.10 Source : Document interne Aquamen Pm : poids moyen en gramme TNT : taux de nutrition théorique en %
  • 46. 45 Annexe 4 : Position systématique de l’espèce Penaeus monodon Règne : Animalia Embranchement : Arthropoda Classe : Crustacea Ensemble : Malacostraca Sous-classe : Eucarida Ordre : Décapoda Sous-ordre : Natantia Super-Famille : Penaeoidea Famille : Penaeidae Genre : Penaeus Espèce : Penaeus monodon (Fabricius, 1798) Morphologie externe d’une crevette (source : Auteur, 2007) Cycle biologique des crevettes Pénéides en milieu naturel (source : D. Pham, 2006)
  • 47. 46 Annexe 5 : Quelques maladies rencontrées en élevage de crevette Maladie Agent Symptôme Virose Baculovirus Cellule épithéliale de l’hépato- pancréas infecté. Mortalité chez les post-larves et juvéniles Mycoses Lagenidium siropidium Germination de spore se développant à l’intérieur du corps sous forme d’hyphes mycéliens Microbienne Bactérie gram- du genre Vibrio Septicémie généralisée ou érosion de la cuticule avec la formation des tâches brunes Mycoses des branchies Fusarium Pénétration par des fouets arténaires entraînant la mort chez les juvéniles et les adultes Maladie blanche ou « coton disease » Microsporidie Affection des muscles et des gonades Protozoose Zoothaminium vorticella Affection des branchies, réduction des échanges gazeux jusqu’à la mort de l’animal Bactériose Leucothrix Affection des branchies et des appendices Maladie de la « mort noire » ou « black death disease » Nécroses musculaires Stress physique Formation des zones opaques Source : Document interne du CDCC in Randrianirina Noël L.J. ; 2004
  • 48. 47 Semaine I3 I8 I9 S18 S25 S30B S34 p.m survie p.m survie p.m survie p.m survie p.m survie p.m survie p.m survie 0 0,22 0,82 0,63 0,19 0,31 0,29 0,22 1 0,22 100 0,82 100 0,63 100 0,4 100 0,7 100 0,29 100 0,35 100 2 0,70 98 1,20 98 1,10 98 0,52 98 0,80 99 0,70 99 1,10 99 3 1,20 98 1,80 97 1,80 97 0,70 98 1,10 98 0,90 98 1,30 98 4 2,10 96 2,00 96 2,40 96 1,20 97 2,10 97 1,00 97 1,30 98 5 2,70 95 2,60 95 2,50 95 1,50 97 3,10 96 1,50 96 2,20 96 6 3,40 94 3,00 94 3,40 94 2,40 96 3,10 96 1,70 97 2,70 95 7 4,20 93 3,80 92 4,30 92 2,80 95 3,60 95 1,80 95 3,40 94 8 5,00 92 4,60 91 4,60 91 3,20 94 4,50 94 2,20 94 3,80 93 9 5,70 90 5,30 90 5,60 90 3,40 93 5,00 93 2,60 93 4,50 92 10 5,80 89 5,50 89 6,40 89 3,70 92 6,00 91 3,10 92 4,50 92 11 6,60 88 6,20 88 6,70 88 4,80 91 7,00 90 3,30 91 5,20 91 12 7,70 85 7,3 88 8,1 86 5,40 90 8,00 89 4,30 90 6,6 90 13 8,70 83 8,10 87 8,90 83 6,40 90 8,90 88 5,30 89 7,70 89 14 9,70 82 9,8 87 10,1 78 7,90 89 9,30 87 6,5 88 8,3 87 15 10,70 81 11,10 86 11,10 73 8,20 88 10,30 84 8,00 87 8,50 85 16 11,70 80 12,30 81 12,10 73 8,90 87 11,2 83 9,4 84 9,50 83 17 13,7 77 13,30 78 12,20 73 9,9 87 12,70 80 10,80 83 10,70 80 18 15,10 72 13,30 78 12,50 73 12,30 87 13,6 75 11,80 81 11,40 79 19 16,8 67 13,50 77 13,50 73 12,3 85 13,60 70 12,10 80 11,80 77 20 19,80 62 14,50 75 14,50 71 13,50 83 13,60 65 13,00 78 12,30 70 21 20,80 52 14,50 75 15,20 70 13,50 79 14,50 60 13,50 76 13,30 60 22 21,20 42 15,30 74 16,40 69 13,50 79 14,50 60 13,50 74 14,30 50 23 21,70 35 16,30 73 16,40 69 13,90 76 14,50 60 14,30 72 14,80 40 24 23,20 35 16,60 73 17,40 67 13,90 76 14,50 60 15,30 67 16,30 30 p.m : poids moyen en gramme Survie : en pourcent Annexe6: Lepoidsmoyenetlasurviehebdomadairedecrevettes
  • 49. 48 RESUME Presque soixante quinze ans sont écoulés depuis le début de l’élevage moderne des crevettes Pénéides. Jusqu’à maintenant, l’homme ne maîtrise pas encore totalement la conduite de l’élevage. Ce dernier est dû au fait que, il est difficile de reproduire fidèlement le milieu naturel, car il existe des paramètres qu’on ne pourra pas créer ni maîtriser. Mais, pour faire face aux problèmes survenus durant l’élevage, les aquaculteurs tentent toujours de trouver une solution adéquate à chaque problème qu’il rencontre. Dernierèment, ils ont créé un produit issu du milieu naturel pour assurer le nettoyage et le traitement du bassin d’élevage. C’est le produit EPICIN. Ce dernier a été testé dans la ferme de l’AQUAMEN E.F Tsangajoly et les résultats obtenus sont plutôt prometteur. La croissance des crevettes est à peu près la même dans les bassins traités et non traités avec le produit. 22.98g (I3), 15.78 g (I8), 16.77g (I9) [bassins traités] et 13.71 g (S18), 14.19g (S25), 15.01g (S30B), 16.08g (S34) [bassins témoins]. Malgré ces résultats, d’autres études complémentaires devront être faites en parallèle avec l’expérience. Ceci nous permet par la suite, de tirer une conclusion irrévocable sur la faisabilité de ce produit. Mots clés : Penaeus monodon, produit EPICIN, croissance et survie, indice de conversion ABSTRACT Almost sixty fifteen years are past since the beginning of the modern breeding of the Peneids shrimps. Until now, the man does not yet completely control the control of the breeding. This last is due to the fact that, it is difficult to reproduce the natural environment accurately, because there are parameters which one will not be able to create nor to control. But, to face the problems which have occurred during the breeding, the aquaculturists always try to find a solution adequate with each problem which it encounters. Lately, they created a product resulting from the natural environment to ensure the cleaning and the treatment of the basin of breeding. It is product EPICIN. This last was tested in the farm of AQUAMEN E.F Tsangajoly and the results obtained are rather promising. The growth of shrimps is about the same one in the basins treated and untreated with the product. 22.98g (I3), 15.78 G (I8), 16.77g (I9) [ treated basins ] and 13.71 G (S18), 14.19g (S25), 15.01g (S30B), 16.08g (S34) [ pilot basins ]. In spite of these results, other complementary studies will have to be made in parallel with the experiment. This allows us thereafter, to draw an irrevocable conclusion on the feasibility of this product. Key words : Penaeus monodon, EPICIN product , growth and survival, index of conversion
  • 50. 49 REMERCIEMENTS Ce travail n’aurait pas vu le jour sans l’appui bienveillant de tous ceux qui ont collaboré à son élaboration. Mes plus vifs remerciements s’adressent tout d’abord, à tous les Enseignants de l’Institut Halieutique et des Sciences Marines qui ont donné le maximum pour partager leurs connaissances tout au long de ma formation au sein de l’Institut. Qu’ils soient remerciés à travers ce mémoire. Je m’adresse également à Monsieur DIDIER Chauty, Directeur Général de la Société AQUAMEN E.F, qui a accepté que je fasse ce stage pratique dans son société, et à tous les Equipes de l’AQUAMEN qui m’ont soutenu dans la réalisation pratique de ce travail. Qu’ils sachent combien ma gratitude est grande! Enfin, je tiens à adresser mes sincères remerciements à tous ceux qui ont contribué de près ou de loin à la réalisation de ce mémoire.