rapport-de-stage pour les professionnelle

REMERCIEMENTS
Avant tout développement sur cette expérience professionnelle, il est
opportun de commencer ce rapport de stage par des remerciements, à ceux qui
m’ont beaucoup appris au cours de ce stage, et même à ceux qui ont eu la
gentillesse de faire de ce stage un moment très profitable.
Aussi, je remercie Messieurs NTUMBA TSHIOVU et Patrick MINGA,
mes maîtres de stage qui m’ont formés et accompagnés tout au long de cette
expérience professionnelle avec beaucoup de patience et de pédagogie. Enfin, je
remercie l’ensemble des employés du centre de recherche agro-alimentaire pour les
conseils qu’ils ont pu me prodiguer au cours d’un mois.

LISTE DES ABREVIATIONS
% en H : Pourcentage en humidité
% en C : Pourcentage en cendre
% en MG : Pourcentage en matière grasse
% en N.C : Pourcentage en cellulose
% de protéine: Pourcentage en protéine
% en Acide: Pourcentage en acide
Cons : Constante qui est égale à 0.1
Coeff: Coefficient qui est égale à 0.064
CRAA : Centre de Recherche Agro-Alimentaire
NB : Notez Bien
Ph : Potentiel d’hydrogène
n˚1 : Numéro un
Vcoulé : volume coulé
g : gramme
konyi.cd.st

TABLE DES FIGURES
Photo 2.1. Feuilles de strychnos 15
Photo 2.2. Ecorces de strychnos 16
Photo 2.3. Opération de distillation 25
Photo 2.4. Echantillon de maniguette 29
Photo 2.5. Echantillon de maniguette 30
Photo 2.6. Jaunes d’œufs 33
Photo 2.7. Opération d’homogénéisation 33
Photo 2. 8. Opération d’ajout d’huile 34
Photo 2.9. Mayonnaise à la fin de la réalisation 34
Photo 2.10. Opération de malaxage de bouillie 38
Photo 2.11. Opération de conditionnement 39
Photo 2.12. Opération de bourrage 39

LISTE DES TABLEAUX
Tableau 2.1 Références des colorations 13
Tableau 2.2 Résultats des analyses phyto-chimiques sur les feuilles de strychnos 15
Tableau 2.3 Résultats des analyses phyto-chimiques sur les écorces de strychnos 16
Tableau 2.4 D’autres résultats des analyses phyto-chimiques sur les écorces de strychnos 17

TABLE DES MATIERES
REMERCIEMENTS i
Liste des abréviations ii
Table des figures iii
Liste des tableaux iv
INTRODUCTION 1
CHAPITRE I. PRESENTATION DU CENTRE DE RECHERCHE AGRO-ALIMENTAIRE2
I.1. HISTORIQUE 2
I.2. SITUATION GEOGRAPHIQUE 2
I.3 . OBJECTIFS DU CRAA 2
I.4. ORGANISATION DU CRAA 3
I.4.1. Structure du CRAA 3
I.4.2. Le comité de Gestion 3
I.4.3. Organisation de la recherche 3
I.4.3.2. Le département technico-économique 4
I.4.3.3. Le département science des aliments 4
I.4.3.4. Le département des industries alimentaires et biotechnologiques 5
I.4.3.5. Département agricole et élevage 5
CHAPITRE II. ACTIVITES REALISEES PENDANT LE STAGE 6
II.1. CHRONOGRAMME 6
II.2. DEPARTEMENT DE SCIENCE DES ALIMENTS ET DES INDUSTRIES
ALIMENTAIRES 6
II.3. LES ANALYSES PHYTO-CHIMIQUES 6
II.3.1. Définitions 6
II.3.2. Mise en évidence des principes actifs 6
II.4. LES ANALYSES PHYSICO-CHIMIQUES 17

II.4.1. Humidité 17
II.4.2. Cendre 18
II.4.3. Matière grasse 19
II.4.3.1. Première méthode (Américaine) 19
II.4.3.2. Deuxième méthode par l’appareil de SOxhlet 20
II.4.5. Cellulose 21
II.4.6. Dosage des protéines 22
II.4.6. Détermination de vitamines C et E 23
II.4.7. La distillation 24
II.4.8. Dosage des bicarbonates (HCO3) ˉˉ 26
II.4.9. Dosage de l’amidon 27
II.5. APPLICATIONS DES MODES OPERATOIRES SUR LES ECHANTILLONS 28
II.5.1. ECHANTILLON DE MANIGUETTE 28
II.5.1.4. Vitamine C et E 29
II.5.2. LE JUS DE STRYCHNOS(Bisongole) 30
II.5.2.4. Vitamines C et E 31
II.5.3. ECHANTILLON DE MANIOC CRU 31
II.6. RESULTATS DE LA PREPARATION DES ALIMENTS 32
II.6.1. PREPARATION DE LA MAYONNAISE 32
II.6.2. ANALYSE DE LA MAYONNAISE PREPAREE 34
II.6.2.6. GLUCIDE 37
II.6.4. PREPARATION DE SAUCISSE A BASE DE KIKANDA 37
II.6.4.2 Matières premières 38
II.6.4.3 Mode opératoire 38
CONCLUSION 40

INTRODUCTION
Du 09 octobre au 09 Novembre 2017, j’ai effectué un stage au sein du centre de
recherche agro-alimentaire, situé à 7 Kilomètre environ du centre-ville de Lubumbashi au n˚1
de l’avenue du président ILEO, route de la LUANO dans la commune de Lubumbashi.
Plus largement, ce stage a été l’opportunité pour moi d’appréhender les notions sur les
analyses physico-chimiques, et phyto-chimiques.
Au-delà d’enrichir mes connaissances, ce stage m’a permis de faire un premier
contact avec le marché du travail, et de faire une exploration de mes compétences et intérêts,
sur le plan personnel et professionnel.
Mes maîtres de stage étant l’ingénieur NTUMBA TSHIOVU et Patrick MINGA, j’ai pu
apprendre dans d’excellentes conditions.
Ce stage a donc été une opportunité pour moi de percevoir comment on mène la
recherche appliquée au secteur agro-alimentaire et comment valoriser les matières agricoles
soit par des techniques nouvelles, soit par amélioration des techniques artisanales ou
domestiques.
L’élaboration de ce rapport a pour principale source les différents enseignements
tirés de la pratique journalière des tâches auxquelles j’étais affecté. Enfin, les nombreux
entretiens que j’ai pu avoir avec les employés des différents services de ce centre m’ont
permis de donner une cohérence à ce rapport.
En vue de rendre compte de manière fidèle et analytique d’un mois passé au sein
de CRAA, il est logique de présenter à titre préalable l’environnement du stage, à savoir :
l’historique, sa situation géographique et la mission du CRAA. Enfin, il sera précisé les
différentes missions et tâches que j’ai pu effectuer au sein du département de science des
aliments, et les nombreux apports que j’ai pu en tirer.

CHAPITRE I. PRESENTATION DU CENTRE DE RECHERCHE
AGRO-ALIMENTAIRE
I.1. HISTORIQUE
A ses débuts, le centre portait le nom de centre de recherche industrielle en
Afrique centrale CRIAC en sigle par ordonnance présidentielle du 22 mars 1965.
Le 05/11/1982, par son ordonnance n˚082/84, le centre de recherche
agro-alimentaire(CRAA) est créé et, est doté de sa structure de l’enseignement supérieur,
universitaire et de la recherche.
I.2. SITUATION GEOGRAPHIQUE
Le centre de recherche agro-alimentaire CRAA en sigle, se situe à sept kilomètre
environ du centre-ville de Lubumbashi au n˚1 de l’avenue du président ILEO, route de la
LUANO dans la commune de LUBUMBASHI.
I.3. OBJECTIFS DU CRAA
L’objectif primaire du CRAA consiste dans le développement par la recherche
appliquée au secteur agro-alimentaire en valorisant les matières agricoles soit par des
techniques nouvelles, soit par amélioration des techniques artisanales ou domestiques.
Voici les objectifs spécifiques du CRAA :
● Identifier les procédés de transformation et de conservation des produits agricoles
locaux de base.
● Améliorer la qualité des aliments importés ou fabriqués localement par un contrôle de
qualité
● Aider le développement technique de l’agro-alimentaire existant en leur apportant
dans la mesure du possible une assistance technique.
● Effectuer toute étude, recherche, expérimentation sur les produits consommés et en
générale dans tous les travaux qui cache avec son objectif.

● Effectuer le contrôle de qualité des produits alimentaires au stade de la production, de
la communication et de l’importation ou de l’exportation.
I.4. ORGANISATION DU CRAA
I.4.1. Structure du CRAA
Le CRAA est un centre de recherche agro-alimentaire comprenant actuellement
plus de 150 agents à différents échelons dont : cadre de commandement, chercheur associé,
administratifs, techniciens, huissiers, sentinelles.
Le centre est subdivisé en 3 directions à savoir : la direction générale, la direction
administrative et financière et la direction scientifique.
I.4.2. Le comité de Gestion
Le comité de gestion du CRAA comprend 3 directions supervisées par le directeur
général, le directeur général adjoint, le directeur administratif et financier.
Le comité de gestion est l’organisme des décisions du CRAA. Il assure la gestion courante du
CRAA et prend toutes les mesures qui ne relèvent pas d’un autre organe et se réunit au moins
une fois par semaine.
Le directeur général supervise, coordonne et contrôle les activités du CRAA. A ce
stade, il assure l’exécution des décisions du ministère de recherche scientifique, de conseil du
centre et comité de gestion.
Le directeur général est assisté dans l’exercice de ses fonctions par le directeur
scientifique et le directeur administratif et financier.
Le directeur scientifique gère les informations ou activités scientifiques, il
travaille en collaboration avec différents chefs de départements. Le directeur administratif et
financier quant à lui, il s’occupe des affaires administratives et financières du centre.
I.4.3. Organisation de la recherche
Les activités scientifiques se déroulent au sein des départements et services
subdivisés en sections. Le département est dirigé par un chef de département qui a toutes les

responsabilités concernant la conduite des travaux au sein du département. Les départements
disponibles au CRAA sont :
I.4.3.1. Le département de contrôle de qualité
Ce département a pour objectif d’analyser qualitativement les produits divers
(minéraux, eau, etc….). Ainsi que le contrôle de qualité physico-chimique et bactériologique
des aliments et des matières agro-alimentaires.
Ce département est subdivisé en quatre sections :
● Section analytique classique ;
● Section analytique qualitative ;
● Section analytique microbiologique et sensorielle ;
● Section spectrochimique.
I.4.3.2. Le département technico-économique
Il a pour objet d’étudier la préfaisabilité des différents projets à exécuter au
CRAA, étudier les nouveaux marchés.
I.4.3.3. Le département science des aliments
Les objectifs de ce département sont :
● Acquérir les connaissances sur les propriétés des aliments ;
● comprendre les modifications subies par les constituants des aliments pendant la
fabrication ou conservation afin de mieux les maitriser ;
● Améliorer les aliments sous tous leurs aspects (toxicité, valeur nutritionnelle,
propriétés sensorielles) ;
● Connaitre la composition des produits alimentaires transformés et non transformés
ainsi que les caractères physico-chimiques des constituants.
Ce département est subdivisé en 5 sections :
a) Section de chimie et de biochimie
Cette section est dirigée par l’Ingénieur civile NTUMBA TSHIOVU. Les objectifs
de cette section sont les suivants :

➢ Etudier les phénomènes responsables des altérations des aliments au cours du
stockage, transport et transformation ;
➢ Étudier sur le plan chimique et biochimique les aliments ainsi que les modifications
que subissent au cours de transformation ;
➢ Etablir la composition, les propriétés physico-chimiques et fonctionnelles des
aliments.
b) Section des additifs alimentaires ;
c) Section formulation et évaluation sensoriel ;
d) Section microbiologie industrielle alimentaire.
e) Section laboratoire de recherche
I.4.3.4. Le département des industries alimentaires et biotechnologiques
Objectifs poursuivis :
● Formulation des procédés technologiques adaptés aux matières locales, optimisation
des procédés unitaires ;
● Adaptation et amélioration de la n technologie artisanale.
Ce département compte 4 sections à savoir :
❖ Section des produits végétaux ;
❖ Section laboratoire de recherche ;
❖ Section des produits animaux ;
❖ Section biotechnologique.
I.4.3.5. Département agricole et élevage
Objectifs :
● Formation de réactions pour monogastrique (porc, volaille), petit et gros bétail partir
des matières locales ;
● La domestication de plantes sauvages locales mais de grande envergure, la culture et
la production des matières premières (fruit et légume) sectionnés par l’atelier pilote.
NB : Pendant un mois de stage au centre de recherche agro-alimentaire, nous avons effectué
notre stage au sein du département de science des aliments, dans le laboratoire de chimie et

biochimie des aliments. Dans cette section, nous avons analysé plusieurs échantillons
alimentaires se trouvant sur le marché.
CHAPITRE II. ACTIVITES REALISEES PENDANT LE STAGE
Comme énoncé dans l’introduction, les activités ayant fait l’objet de mon stage
ont été essentiellement centrées sur les analyses chimiques et la préparation des aliments.
II.1. CHRONOGRAMME
Mon stage a été réalisé selon l’intervalle de temps suivant :
● Du 09 octobre au 09 Novembre2017 : Département de science des aliments et des
industries alimentaires.
II.2. DEPARTEMENT DE SCIENCE DES ALIMENTS ET DES INDUSTRIES
ALIMENTAIRES
Dans ce département, j’ai eu à effectuer les analyses phyto-chimiques,
physico-chimiques et préparer quelques aliments.
II.3. LES ANALYSES PHYTO-CHIMIQUES
II.3.1. Définitions
C’est une technique chimique qui permet de déterminer les différents groupes
chimiques contenus dans un organe végétal. Ce sont des réactions physico-chimiques qui
permettent d’identifier la présence de substances chimiques naturelles responsables des
activités (principes actifs).

II.3.2. Mise en évidence des principes actifs
C’est le screening chimique ou l’identification chimique. Nous avions eu droit aux
énoncés des modes opératoires correspondants aux principes actifs des échantillons
disponibles au CRAA.
II.3.2.1. Alcaloïdes
Un alcaloïde dénomme de manière générique diverses molécules à bases azotées,
le plus souvent hétérocycliques, très majoritairement d'origine végétale. En conséquence, les
alcaloïdes peuvent se présenter sous forme de molécules organiques hétérocycliques azotées
basiques. Associés à l'essor de l'industrie pharmaceutique, ils ont permis d'ouvrir le domaine
des « médicaments chimiques » à partir de la fin du XIXe siècle.
Principe
La mise en évidence des alcaloïdes est basée sur les réactions de précipitation que
donnent les solutions aqueuses avec les réactifs spécifiques.
Matériels
● Balance
● Spatule
● Erlenmeyer
● Becher
● Tube à essai
● Burette graduée
Réactifs
● Méthanol
● HCl
● Acide chlorhydrique à 1% Ammoniaque
● Chloroforme
Mode opératoire
Première méthode
● Peser 1g de poudre végétale bien séché ;

● Mettre en macération avec 10 ml de méthanol à une température ; ambiante pendant
24 heures ;
● Laisser la solution pendant 4 heures à 50°C à l’étuve ;
● Filtrer le mélange ;
● Laver avec une petite quantité de méthanol pour entrainer la matière extrait
● Evaporer à sec à l’étuve à 150°C ;
● Le résiduel d’évaporation est repris deux fois pour 2 ml de solution chaude d’acide
chlorhydrique à 1% et filtrer ;
● Basifier La solution acide assemblée par l’ammoniaque concentrée dans une ampoule
à décanter ;
● Reprendre l’extrait avec 15 ml de chloroforme dans l’ampoule à décanter ;
● Transférer dans un petit tube à essai et extrait avec 0,5ml de HCl à 5% et agiter. On
suppose que les alcaloïdes passent en phase aqueuse.
La phase aqueuse acidifiée est prélevée au moyen d’une pipette pasteur et six
gouttes sont disposées sur une lame porte-objet, Chacune de ces gouttes est traitée par l’un
des six réactifs de précipitations.
Deuxième méthode (récurrente au CRAA)
● Peser 10 g de poudre ;
● Ajouter 50 ml d’H2SO4 10% ;
● Laisser macérer pendant 24 heures à la température ambiante ;
● Filtrer le macéré ;
● Laver à l’eau de manière à obtenir 50 ml de filtrat ;
● Prélever 1 ml de filtrat ;
● Ajouter 5 gouttes de réactifs de Mayer ;
● Attendre 15 minutes.
Expression de résultat
La présence d’alcaloïdes est mise en évidence par la présence d’un précipité ou
une coloration blanc-jaune ou jaune clair.

II.3.2.2. Tanin
Les tanins sont des substances naturelles phénoliques qui peuvent précipiter les
protéines à partir de leurs solutions aqueuses. Ce sont des métabolites secondaires des plantes
supérieures que l'on trouve dans pratiquement toutes les parties des végétaux (écorces,
racines, feuilles, fruits, etc.) où ils jouent le rôle d'armes chimiques défensives contre certains
parasites.
Principe
En présence de FeCl3 à 1%, les extraits aqueux tanoïques donnent de coloration
bleu-vert, bleu sombre ou verte soit des précipités.
Matériels
● Balance
● Spatule
● Erlenmeyer
● Becher
● Tube à essai
● Burette graduée
Réactif
● Chlorure de Fer III à 1%
Mode Opératoire
● 5g de matières végétales sont infusées dans 50ml d’eau bouillante contenue dans un
Erlenmeyer pendant 30 minutes,
● Filtrer la solution ;
● Précipiter 5 ml de l’infusé ;
● Mettre le précipité dans un tube à essai ;
● Ajouter 1 ml de Chlorure de Fer III à 1% ;
● Ajouter 15 ml de réactif de Stiasny à 30 ml de l’infusé.
● Prélever le mélange et porter au bain marie à 90°C pendant plus ou moins 5 minutes.

Le test est positif lorsqu’un précipité se forme ou une coloration (bleu, vert,
bleu-sombre ou verte) apparait (tanins totaux). L’apparition d’un précipité indique la présence
des tanins caté chiques, la solution est ensuite filtrée, saturée avec l’acétate de sodium et
ajouter quelques gouttes de FeCl3. La formation d’un précipité relève la présence des tanins
galliques.
II.3.2.3 Quinones
Principes
En présence de NaOH à 1% ou 10%, les solutions des quinones donnent une
coloration caractéristique du rouge ou violet.
Matériels
● Balance ;
● Spatule ;
● Erlenmeyer ;
● Becher ;
● Tube à essai ;
● Burette graduée ;
● Papier filtre.
Réactifs
● NaOH à 1% ou 10% ;
● Benzène ;
● Ether.
Mode Opératoire
● Peser 5g de matière végétale,
● Laisser macérer pendant 1 heure dans le benzène ou 24h dans l’Ether de pétrole,
● Filtrer ;
● Traiter 10 ml de filtrant benzénique ou éthérique par 5 ml de la solution de NaOH à
1% ou 10%.

L’apparition d’une coloration rouge indique la présence des quinones dans la
solution.
II.3.2.4 Saponines
Principe
Les solutions des saponines donnent par agitation, une mousse persistante
mesurable dont la hauteur est plus ou moins 10mm soit plus ou moins 1 cm. En cas d’une
faible hauteur, c’est-à-dire inférieur à 10mm, tester le filtrat avec un mélange d’acide
sulfurique à 1N de concentration et le chromate de potassium à 10% (K2Cr2O7).
Matériels
● Balance ;
● Spatule ;
● Erlenmeyer ;
● Becher ;
● Tube à essai ;
● Pied gradué.
Réactifs
● Acide sulfurique à 1N ;
● Chromate de potassium à 10% (K2Cr2O7) ;
● Eau distillée ;
● H2SO4 1N.
Mode Opératoire
● Prélever 5g de matière triturée dans un Erlenmeyer ;
● Ajouter 50ml d’eau distillée ;
● Réaliser une ébullition ;
● Recueillir 15ml de décocté après filtration dans un pied gradué ;
● Verser dans un tube à essai ;
● Agiter la solution pendant 10 secondes ;

● Attendre pendant 10 minutes ;
● Vérifier la hauteur de la mousse. En cas d’une hauteur inférieur, ajouter 1ml d’H2SO4
1N et 1 ml de K2Cr2O7 à 10%.
La présence de saponines est confirmée par une coloration verte ou violette.
II.3.2.5. Flavonoïdes et leuco-anthocyanes
Principes
En présence de l’alcool éthylique d’acide chlorhydrique, de copeaux de
magnésium et d’alcool iso amylique, les flavonoïdes et les leuco anthocyanes donnent des
réactions de coloration caractéristiques (première méthode).
En présence de NaOH 1N de H2SO4 concentré, de HCl concentré en présence de
copeaux de Mg. Les flavonoïdes et les leuco anthocyanes donnent les colorations
caractéristiques (deuxième méthode).
Matériels
● Balance ;
● Spatule ;
● Erlenmeyer ;
● Becher ;
● Tube à essai ;
● Papier filtre.
Réactifs
● Alcool éthylique ;
● Acide chlorhydrique ;
● Copeaux de magnésium ;
● Alcool iso-amylique ;
● Eau distillée ;
● HCl concentré ;
● NaOH concentré ;

● H2SO4 concentré.
Mode opératoire
Première méthode
● Prélever 5 g de matières végétales ;
● Infuser dans 50 ml d’eau distillée pendant 30 minutes dans un erlenmeyer ;
● Filtrer ;
● Après filtration, prélever 5 ml du filtrat ;
● Ajouter successivement 5 ml d’eau distillée, 5 ml d’HCl concentrée, une pincée de
copeaux de magnésium et quelques gouttes d’alcool iso amyliques.
Deuxième méthode
● 5 g de matières végétales sont infusées pendant 30 minutes dans l’eau distillée
bouillante.
● Laisser refroidir 30 minutes ;
● Filtrer et prélever 6 ml d’infusé ;
● Repartir dans trois tubes à raison de 2 ml par tube ;
Le premier tube traité avec la solution de NaOH 1N, le 2ème avec la solution
d’H2SO4 concentrée, et le 3ème avec la solution d’HCl concentrée et les copeaux de
magnésium.
La coloration rose orange ou rouge violacée apparait dans la couche surnageant si
la solution contient de flavonoïde. De même la réaction effectue pendant deux minutes au
bain marie en l’absence de copeaux de magnésium permet de caractériser les leuco
anthocyanes lorsque apparait une coloration jaune (tableau2.1).
Tableau 2.1 Référence des colorations
Classe Solution de NaOH 1N Solution de H2SO4
Concentrée
Solution de HCl
concentrée et copeaux
de Mg

Anthocyanes Bleu à violet Jaunâtre orange Rouge (fade à orange)
Flavones jaune Jaunes à orange Jaune au rouge
Flavonol violet au Rouge ** **
Isoflavones jaune jaune jaune
Leucoanthocyanes jaune Cramoisi Rose
II.3.2.6. Hétérosides cyano-genetiques (HCN)
Matériels
● Balance ;
● Spatule ;
● Erlenmeyer ;
● Becher ;
● Papier picrosodé.
Réactifs
● HCN
Mode opératoire
● Peser 2 g de matières végétales réduit en poudre ;
● Placer dans un Erlenmeyer contenant 50ml d’eau auquel est fixé une
bande de papier picrosodé légèrement humecté d’eau.
En présence de l’HCN, le papier picrosodé vire à l’orange ou rouge suivant la
quantité de HCN dégagé.

II.3.2.7. Stéroïdes et terpenoïdes
Principe
Cinq grammes de matières végétales sont à macérer pendant 24 heures dans
l’éther de pétrole ou le benzène. Après filtration, le solvant est évaporé à sec au bain de sable.
Matériels
● Balance ;
● Spatule ;
● Erlenmeyer ;
● Becher ;
● Papier picrosodé.
Réactifs
● Acide acétique et an hydrique ;
● H2SO4 ;
● HCl.
Mode Opératoire
Première méthode
A l’extrait sec obtenu, ajouter successivement en agitant 2 ml de chloroforme ; 0,5
ml d’acide acétique an hydrique et 3 gouttes d’H2SO4 concentrée.
Deuxième méthode
● A l’extrait sec, ajouter 1,5 ou 2 ml de réactif de Libermann et 3 gouttes de HCl
concentrée ;
● Additionner avec 3 ml d’acide trichloracétique.
N.B : L’acide trichloracétique est remplacé par l’acide acétique anhydrique.

II.3.3. Applications des modes opératoires sur les échantillons
II.3.3.1. Feuilles de Strychnos
Les feuilles étaient analysées dans le cadre d’une recherche dans le domaine
agricole (photo2.1).
Photo 2.1. Feuilles de strychnos
Tous les résultats de l’analyse de notre échantillon figurent dans le tableau2.2.
Tableau 2.2 Résultats des analyses phyto-chimiques sur les feuilles de strychnos
Classe Solution de
NaOH 1N
Solution de
H2SO4
Concentrée
Solution de HCl
concentrée et
copeaux de Mg
Anthocyanes Négatif Négatif Positif
Flavones Positif Positif Négatif
Flavonol Positif ** **
Isoflavones Négatif Positif Positif
Leucoanthocyanes Négatif Positif Négatif

Tanin Positif Positif Positif
Le test, dont les résultats sont repris dans le tableau 2.2, montre qu’il y a absence
d’anthocyanes, et de leuco anthocyanes dans les feuilles de strychnos. Par contre le test est
positif pour le flavones, tanin, isoflavones, flavonol.
II.3.3.2 Ecorces de Strychnos
Les écorces étaient aussi analysées dans le cadre d’une même recherche (photo2.2).
Photo 2.2. Ecorces de strychnos
Tous les résultats de l’analyse de notre échantillon figurent dans le tableau2.3.
Tableau 2.3 Résultats des analyses phyto-chimiques sur les écorces de strychnos
Classe Solution
de
NaOH
1N
Solution de
H2SO4
Concentrée
Solution de HCl
concentrée et copeaux de
Mg
Anthocyanes Negatif Négatif Positif
Flavones Négatif Positif Négatif
Flavonol Négatif ** **
Isoflavones Négatif Positif Positif

Leucoanthocyanes Négatif Positif Négatif
Tanin Positif Positif Positif
Tableau 2.4 D’autres résultats des analyses phyto-chimiques sur les écorces de strychnos
Test Résultat de test
Quinone Négatif
Saponine Positif
Stéroïdes Négatif
Terpenoïdes Positif
Le test, dont les résultats sont repris dans le tableau3 et 4, montre qu’il y a
absence d’anthocyanes, isoflavones, flavones, flavonol et de leuco anthocyanes dans les
feuilles de strychnos. Par contre le test est positif pour la saponine, stéroïdes, terpenoïdes.
II.4. LES ANALYSES PHYSICO-CHIMIQUES
Il s’agit des analyses effectuées sur les échantillons végétaux en vue de déterminer
les caractéristiques physico-chimiques telles que : humidité, cendre, cellulose, vitamines C et
E, les protéines, analyse de l’amidon etc.
II.4.1. Humidité
Principe
La teneur en humidité de l’eau d’un échantillon est déterminée
conventionnellement par la perte de poids due au départ de l’eau par l’élévation de l’
température.
Matériel
● Capsule
● Dessiccateur

● Etuve
Mode opératoire
● Dans une capsule séchée et tarée au préalable, introduire une masse de 1g, 2g …5g de
substance pour les solides et ou encore 1ml, 2ml… 5ml généralement pour les liquides
;
● Placer la capsule dans une étuve à 105°C laissé durant 24heures.La capsule est
retiré de l’étuve et refroidi au dessiccateur pendant 30 minutes puis peser ;
● Remettre encore à l’étuve pendant 12 heures et procéder à une novelle pesée si
la différence des résultats pesés n’est plus un pourcent (1%) de la masse total des
produits.
(2.1)
en H X 100
% = PE
(Pcap vide + PE )– Pcap après étuvage
Avec :
Pcap vide : poids de la capsule vide
Pcap et : poids de la capsule après étuvage
PE : Poids de la prise d’essai.
II.4.2. Cendre
Principe
La cendre est la teneur en matière minéral d’une substance élémentaire. C’est
conventionnellement les résidus de la substance calcinée à 550 °C pendant 24 heures ou
encore à 800 °C pendant 30 minutes. Cette calcination est due au départ d’eau et de partie
organique de la substance.
Matériel
● Capsule ;
● Four ;
● Dessiccateur.

Mode opératoire
Première méthode
● Juste après l’opération de l’humidité ;
● On poursuit l’opération au four dans les conditions de 550 °C au 800 °C ;
● La capsule est retirée du four et placée en suite au dessiccateur pour le refroidir
pendant 30 minutes de moins puis peser ;
● Déterminer la cendre par calcul.
Deuxième méthode
Elle consiste directement à peser la capsule vide bien lavée et séchée. Introduire
une masse de la prise d’essai dans les conditions de température et de temps. Elle est retirée
du four et refroidi au dessiccateur puis pesée, on détermine la cendre.
Expression des résultats
(2.2)
en C X 100
% = PE
(Pcap apres calcination– Pcap vide
Avec :
P cap après cal : poids de la capsule après calcination
P cap vide ; poids de la capsule vide
P E : Poids de la prise d’essai
N.B : Pour le liquide la cendre est recherché après avoir chassé totalement l’eau l’extrait sec
qui restera du capsule est introduite au four.
II.4.3. Matière grasse
II.4.3.1. Première méthode (Américaine)
Principe
Elle consiste, à la macération avec le solvant organique, à extraire les lipides.

Matériels
● Etuve ;
● Dessiccateur ;
● Papier filtre ;
● Erlenmeyer de 50 ml.
Réactifs
● Ether de pétrole ;
● Benzène ;
● K2SO4 ;
● Na2SO4.
Mode opératoire
● Peser 5g de la matière dans un papier filtre en présence de K2SO4 ou de Na2SO4
● Emballer le mélange dans le papier filtre ;
● D’une autre part, laver soigneusement un erlenmeyer de 50 ml séchée à l’étuve à
105Oc et le refroidir dans le dessiccateur pendant 30 minutes au moins et peser ;
● Introduire la cartouche (papier filtre emballé) dans l’Erlang Meyer ;
● Faire la macération avec l’éther de pétrole ou le Benzène pendant 24 heures ;
● Après 24 heures, retirer la cartouche du solvant et le laver avec une petite portion du
solvant organique utiliser et évaporer à sec à l’étuve à 105Oc, refroidir et peser.
II.4.3.2. Deuxième méthode par l’appareil de SOxhlet
Principe
Elle consiste à extraire la matière grasse par un solvant organique à l’effet de la
chaleur par l’appareil soxhlet.
Mode opératoire
● Emballer 5g de la matière soigneusement dans un papier filtre ;
● Introduire dans l’appareil de soxhlet et monter le dispositif à reflux ;
● Porter à l’ébullition par n-hexane pendant 8heures ;
● Transvaser quantitativement le contenue du ballon d’extraction dans une capsule en
verre (petite Erlenmeyer au petite Becher) bien lavée ;

● Sécher à l’étuve et tarer après refroidissement au dessiccateur ;
● Rincer le ballon d’extraction avec une petite portion de n- hexane, déversé dans la
même capsule en verre ;
● Evaporer au bain- marie ou à l’étuve à 105°C jusqu’à l’évaporation total du solvant,
refroidir la capsule et peser.
Expression des Résultats
(2.3)
en MG X 100
% = PE
Pcap apres etuvage– Pcap vide
Avec :
Pcap après Et : poids de la capsule après étuvage ;
Pcap vide : poids de la capsule vide ;
PE : poids de la prise d’essai.
II.4.5. Cellulose
Principe
Les matières cellulosiques constituent les résidus obtenus après dés hydrolyses
successives l’une en milieu acide et l’autre en milieu basique.
Matériels
● Ballon de distillation ;
● Un creuset de capsule ;
● Four ;
● Dessiccateur.
Réactifs
● Acide sulfurique ;
● NaOH 2,5%.
Mode opératoire
● Placer 1g d’échantillon à doser dans un ballon de distillation ;
● Ajouter 100 ml d’acide sulfurique 1,25% de concentration ;

● Chauffer à reflux pendant 30 Minutes d’ébullition ;
● D’ autre part chauffer de l’eau distillée ;
● Les contenues de la solution acide du ballon est transvasée dans un tamis de maille
0,125mm avec l’eau distillée chaude ;
● Laver le résidu transvasé sur le tamis jusqu'à ce que le milieu soit neutre en vérifiant à
l’acide de papier PH ;
● Remettre le résidu après lavage jusqu’au pH f dans le ballon ;
● Ajouter 50 ml d’eau distillée chaude et 50ml de NaOH 2,5% ;
● Chauffer encore pendant 30 minutes ensuite laver à l’eau chaude.
● Faire passer le résidu dans un creuset de capsule en porcelaine bien lavé, séché, pesé
avant ;
● Introduire à l’étuve à 105°C pendant une nuit, retirer la capsule, le refroidir au
dessiccateur et peser ;
● En suite incinérer au four à 550°C une nuit ou soit à 800°C dans 30 minutes ;
● Retirer du four, refroidir au dessiccateur, effectué le dernier pesé.
N.B : Dans l’opération éviter la calcination et maintien la stabilité pour les deux
manipulations.
(2.4)
en N. C X 100
% = PE
Papres et−Papres calc
Avec :
P après Et : poids de la capsule après étuvage ;
P après cal : poids de la capsule après calcination ;
P.E : Prise d’essai.

II.4.6. Dosage des protéines
Principe
Les protéines sont dosées indistinctement à partir de l’azote total par la méthode
KELDHAL. Cette méthode consiste à minéraliser l’échantillon dans l’acide sulfurique
concentré avec le sulfate de potassium ou de sodium, le sulfate de cuivre et le chlorure de
mercure, tel que toute l’azote à l’exception de l’azote nitré qui est transformé en ammoniaque,
ce dernier est alors distillé en milieux alcalin et capté par une solution acide titré par une base.
Matériels
● Balance analytique ;
● Dispositif de distillation ;
● Pipettes ;
● Ballon KHELNDHAL ;
● Le dessiccateur.
Réactifs
● Acide sulfurique concentré ;
● Sulfate de cuivre ;
● Chlorure de mercure HgCl ou le sélénium ;
● Sulfate de sodium ou le sulfate de potassium ;
● Soude caustique 10N ;
● Indicateur mixte : rouge de bromotymol (RB) et phénolphtaléine.
Mode opératoire
● Peser 2g de substance ;
● Introduire dans un matras à 2g de K2SO4, 0,2g de CuSO4, 0,2 g de HgCl2 et 20 ml
de H2SO4 concentré. Cette phase est la minéralisation ;
● De préférence, l’opération peut se faire à l’immédiat avec comme conséquence
beaucoup de temps sont à observer, mais si on fait une nuit après ou plus, le temps à
observer est moindre ;
● Le mélange est soumis à un chauffage et une ébullition modérée qui est maintenue
jusqu’à la coloration verte stable du liquide (solution acide) ; cette phase est l’attaque ;

● Laisser refroidir complètement la solution et diluer à 250ml avec de l’eau distillée ;
Cette phase est la dilution et la solution obtenue est l’aliquote.
II.4.6. Détermination de vitamines C et E
Matériels
● Verre de montre ;
● Becher.
Réactifs
● Acide sulfurique
Mode opératoire
● Mettre la solution (échantillon + eau chaude) sur le verre de montre ;
● Ajouter l’acide nitreux à 0.7% ;
● Ajouter le permanganate et l’acide sulfurique (1CC respectivement).
En cas de la décoloration allant du jaune au rose du mélange, il y a présence de
vitamine C et E.
II.4.7. La distillation
Matériels
● Ballon à distiller (photo2.3) ;
● Erlenmeyer.
Réactifs
● Aliquote d’eau distillée ;
● Phénolphtaléine ;
● NaOH 10N ;
● Bromothymol.
Mode opératoire
● Dans un ballon à distiller, mettre 50ml d’aliquote mélangé avec 150ml d’eau distillée;

● Ajouter quelques gouttes de phénolphtaléine en excès de la lessive de soude de NaOH
10N jusqu’à l’obtention d’un milieu notamment alcalin ayant une coloration rose
persistance ;
● De préférence ajouter le NaOH quand l’aliquote devient un peu chaude pour
consommer une petite quantité en excès de NaOH 10N ;
● D’autre part, dans un Erlenmeyer 250ml de HCl 0,01N sont placés quelques gouttes de
rouges de Bromothymol pour recueillir 75ml d’ammoniaque libéré par le sulfate
d’ammoniaque décomposé par la soude en excès ajoutée ;
● Environ 75ml de distillat recueilli nous montre la fin de la décomposition du poids de
la substance analysée et par la même quantité d’azote.
● Titrer le distillat par la solution de NaOH 0,1N et lire le volume qui neutralise le
distillat jusqu’à la coloration virage de la coloration (photo2.3).
Photo 2.3. Opération de distillation
Pour les solutions de NaOH et HCl ayant la même concentration (0,1N).
Avec :
a : la prise d’essai en gramme
n : nombre de ml de HCl 0,1N (en excès)
1ml de HCl 0,1 correspond à 0,0014g d’N2 (Azote).

L’azote en gramme pour 100g d’échantillon correspond alors au 0,0014xnx100/a= 0,14xn/a.
Ce résultat est multiplié par 100/16 (c.à.d. 6,25).
Le coefficient utilisé pour avoir la teneur en protéine par la distillation et le prélèvement de
l’aliquote d’où on a : 0,14 x n x250 / a x v
N.B : 250= volume de dilution d’aliquote
v: volume prélevé de l’aliquote
n= n’-n’’ (2.5)
Avec :
n’= volume de l’acide pour recueillir les distillations d’azote ;
n’’= volume coulé de NaOH au titrage ;
Pour les solutions de NaOH et HCl n’ayant pas le même concentré les formules sont données.
:
de proteine
% = a X v
0.0014 X (nV a – nV b) X 250 X 6.25 X100
(2.6)
de proteine
% = a X v
0.0014 X n X 250 X 6.25 X100
(2.7)
Avec :
Va= volume préparé pour recueillir nb concentré de la base utilisée ;
Vb= volume de la solution titrant ;
N.B : La constante de l’opération dans les laits et ses dérivées = 6,40, les huiles = 6,25 ;
Tout ce qui reste la constante est 6,25 % en azote (N2).

II.4.8. Dosage des bicarbonates (HCO3) ˉˉ
Principe
Les ions bicarbonates sont dosés par volumétrie par la méthode Acidimétrique
avec HCl 0,1N en présence de méthyle orange comme indicateur.
Matériels
● Erlenmeyer
Réactifs
● HCl 0,1N ;
● Méthyle orange.
Mode opératoire
● Prélever 50 ml de l’échantillon que l’on met dans un erlenmeyer ;
● Ajouter 2 gouttes de méthyle orange et mélanger ;
● Titrer avec une solution de HCl 0,1N gouttes à goutes ;
● Ajouter jusqu'à la coloration rose et lire le volume coulé.
1ml HCl 0,1N correspond à 6,102 mg HCO3
II.4.9. Dosage de l’amidon
Principe
L’amidon est dosé indirectement en passant par le dosage des sucres obtenus
après hydrolyse Acide d’un échantillon de substance.
On utilise la méthode de Bertrand pour doser les sucres le taux d’amidon est
donné par:
% d′amidon = % du sucre réducteurs x 0,9 (2.8)

Matériels
● Erlenmeyer ;
● Papier filtre ;
● Ballon rodé.
Réactifs
● Acide chlorhydrique ;
● Acétate de Zinc ;
● Ferrocyanure de Fer à 15% ;
● Tartrate double de sodium et de potassium.
Mode opératoire
● Peser trois grammes d’échantillon, placer les dans un erlenmeyer ;
● Entrainer, agiter et macérer pendant une heure, filtré et laver trois fois à l’eau distillée
;
● Entrainer le résidu en trouvant le papier filtre à l’aide de 20 ml d’acide chlorhydrique
2,5% dans un ballon rodé, chauffe pendant deux heures avec un réfrigérant à reflux
alimenté en eau froide ;
● Faire la défécation dans un ballon de 500 ml en Ajoutant 5ml d’Acétate de Zinc et 5ml
de Ferrocyanure de fer à15%;
● Ajouter de l’eau distillée et filtrer ;
● Prélever 10 ml de cette solution, ajouter 20ml de sulfate de cuivre et 20 ml de Tartrate
double de sodium et de potassium ;
● Porter à l’ébullition pendant trois minutes,
● Refroidir et laver à l’eau chaude ;
● Entrainer par le sulfate de Fer III et Titrer avec le KMnO4 0,1N.
On se réfère à la table de Bertrand pour trouver la correspondance entre les
millilitres de KMnO4 et la quantité des sucres réducteurs et ensuite pour trouver la quantité
d’amidon ou utilise la relation : % Amidon = % sucre x 0,9.

II.5. APPLICATIONS DES MODES OPERATOIRES SUR LES ECHANTILLONS
II.5.1. ECHANTILLON DE MANIGUETTE
En guise de concilier la théorie ci-haut à la pratique, voici les analyses
physico-chimiques sur la maniguette qu’on a pu effectuer au CRAA lors de mon stage. La
maniguette est un cas illustratif des analyses physico-chimiques qu’on effectuait
quotidiennement au CRAA sur des échantillons divers à savoir : le jus de goyave, yaourt,
échantillon de manioc, pate d’arachide,… Il a été question de chercher la teneur en Protéine,
Matière grasse, Eau, , Acidité titrable, Fibre brute, Cendre, Sucre total, Vitamine Cet
P
H
E.(photo..)
II.5.1.1. Acidité titrable
Mode opératoire
● Peser 5g de matière fraiche dans un mortier (en porcelaine) ;
● Laisser 10 minutes ;
● Filtrer pour obtenir 50ml du filtrat ; Prélever 10ml du filtre auquel on ajoute une
goutte de phénophtaléine 1% ;
● Titrer avec le NaOH 0.1N jusqu’à la couleur rose ou jaune (photo2.4).

Photo 2.4. Echantillon de maniguette
en Acide X 100
% = PE
cons X titre X Coeff
(2.9)
= 0.3%
en Acide X 100
% = 10
0.1 X 4.8 X 0.064
(2.10)
Avec Vcoulé de 4,8ml
II.5.1.2. Sucre total
Le total sucre a été déterminé à l’aide du refractomètre.
Sucre total = 10 degrés brix
II.5.1.3. P
H
Le est déterminé à l’aide du papier Ph. Au faite, nous plongeons le papier Ph
PH
dans la solution. La couleur de la solution va coïncider à celle du selon la teneur de
P
H
l’acide.
Pour notre cas, le = 3 ,0
P
H
II.5.1.4. Vitamine C et E
Le teste de vitamine C et E était largement positive. Au faut, après ajout de l’acide
nitreux à 0.7%, la solution a viré au jaune d’où présence de vitamine E. Ajoutant en suite le
KMNO4 et le H2SO4 (1CC pour chacun), il y a décoloration du permanganate de potassium.
Donc, il y a présence de vitamine C.
II.5.2. LE JUS DE STRYCHNOS(Bisongole)
II.5.2.1. Acidité titrable
Mode opératoire
● Peser 5g de matière fraiche dans un mortier (en porcelaine) ;
● Laisser 10 minutes ;

● Filtrer pour obtenir 50ml du filtrat ; Prélever 10ml du filtre auquel on ajoute une
goutte de phénophtaléine 1% ;
● Titrer avec le NaOH 0.1N jusqu’à la couleur rose ou jaune (photo5).
Photo 2.5. Echantillon de maniguette
en Acide X 100
% = PE
cons X titre X Coeff
(2.11)
= 0.24%
en Acide X 100
% = 10
0.1 X 3.9X 0.064
(2.12)
Avec Vcoulé = 3,9ml
II.5.2.2. Sucre total
Le total sucre a été déterminé à l’aide du refractomètre.
Sucre total = 23 ,4 degrés brix

II.5.2.3. PH
Le est déterminé à l’aide du papier Ph. Au faite, nous plongeons le papier Ph
P
H
dans la solution. La couleur de la solution va coïncider à celle du selon la teneur de
PH
l’acide.
Pour notre cas, le = 3,0
PH
II.5.2.4. Vitamines C et E
Le test de vitamine C et E était largement positif. Au faut, après ajout de l’acide
nitreux à 0.7%, la solution a viré au jaune d’où présence de vitamine E. Ajoutant en suite le
KMNO4 et le H2SO4 (1CC pour chacun), il y a décoloration du permanganate de potassium.
Donc, il y a présence de vitamine C.
II.5.3. ECHANTILLON DE MANIOC CRU
II.5.3.1. Cendre
P cap après cal : poids de la capsule après calcination ;
P cap vide : poids de la capsule vide ;
P E : Poids de la prise d’essai.
Résultat de l’analyse
P cap après cal : 18.5
P cap vide : 18.45 g
P E : 2 g
en C X 100
% = 2
18.5– 18.45
(2.13)
= 2.5
en C
%
La quantité de cendre est de 2.5%
II.5.3.2 Cellulose
P après Et : poids de la capsule après étuvage ;
P après cal : poids de la capsule après calcination ;

P.E : Prise d’essai.
P après Et : 20.366 g ;
P après cal : 20.346 g ;
P.E : 1 g.
en N. C X 100
% = 1
20.366−20.346
en N. C
% = 2
II.6. RESULTATS DE LA PREPARATION DES ALIMENTS
II.6.1. PREPARATION DE LA MAYONNAISE
II.6.1.1. INGREDIENTS
● 6 Jaunes d’œufs ;
● 4 citrons(ou vinaigre) ;
● 276 g d’huile (Somol) ;
● 4 g Sel ;
● 17 Moutarde ;
● Poivres.
II.6.1.2. MATERIELS
● Un bol ;
● Une cuillère ;
● Un fouet.
II.6.1.3. REALISATION
Deux conditions sont en revanche à respecter si l’on souhaite obtenir une bonne mayonnaise :
● Jaunes d’œufs, l’huile et moutarde, tous doivent être à température ambiante. Si vos
œufs sortent du frigo, laissez-les juste tremper quelques minutes dans l’eau tiède ;
● Il faut homogénéiser la recette dans un sens unique.

Etape 1
➢ Dans un bol mélanger 6 jaunes d’œufs avec 17 g de moutarde. (photo2.6)
Photo 2.6. Jaunes d’œufs
➢ Commencer à mélanger puis ajouter quelques gouttes de citrons, ainsi qu’une pincée
de sel, un peu de poivre et piment pour assaisonner. (photo2.7)
Photo 2.7. Opération d’homogénéisation
Etapes 2

Une fois que le mélange des œufs est bien homogène, commencer à ajouter
l’huile au goutte à goutte, puis en filet en battant énergétiquement. Apres 4 à5 minutes au
fouet, la mayonnaise devrait être bien montée (photo 2.8).
Photo 2. 8. Opération d’ajout d’huile
A savoir : si vous trouvez la consistance de votre mayonnaise un peu trop ferme,
vous pouvez rajouter quelques gouttes de citron ou du vinaigre.
Maintenant que votre mayonnaise est à parfaite consistance, vous pouvez la
déguster (Photo 2.9).
Photo 2.9. Mayonnaise à la fin de la réalisation
II.6.2. ANALYSE DE LA MAYONNAISE PREPAREE
II.6.2.1. Humidité
Pcap vide : poids de la capsule vide ;

Pcap et : poids de la capsule après étuvage ;
PE : Poids de la prise d’essai.
Pcap vide : 11.65 g ;
Pcap et : 13.22 g ;
PE : 2 g.
en H X 100
% = 2
(11.65 + 2 )– 13.22
en H 1.5
% = 2
Le taux d’humidité dans notre mayonnaise est de 21.5%
II.6.2.2. Matière en suspension
% MS= 100- = 78.5
1.5
2
II.6.2.3. Cendre
Avec :
● P cap après cal : poids de la capsule après calcination ;
● P cap vide : poids de la capsule vide ;
● P E : Poids de la prise d’essai
● P cap après cal = 14,65g ;
● P cap vide = 11,65 g ;
● P E : 2 g.
en C X 100
% = 2
14.65– 11.65

= 1,5
en C
%
La quantité de cendre est de 1,5%
II.6.2.3. Matière grasse
Avec :
● Pcap après Et : poids de la capsule après étuvage ;
● Pcap vide : poids de la capsule vide ;
● PE : poids de la prise d’essai.
Pcap après Et : 41.01 g
Pcap vide : 39.67 g
PE : 5 g
= 26.8
en MG X 100
% = 5
41.01– 39.67
Le taux en matière grasse dans la mayonnaise est de 26.8 %
II.6.2.4. Dosage des protéines dans notre mayonnaise
% en protéine= 0.0014 x n x 250 x 6.40
Le nombre 14 représente la masse atomique de l’azote
n= n’-n’’
n’= volume de l’acide pour recueillir les distillations d’azote
n’’= volume coulé de NaOH au titrage
Volume de dilution d’aliquote= 250 ml

N.B : La constante de l’opération dans les laits et ses dérivées = 6,40
n’= 25 ml
n’’= 18.5 ml
n= 25-18.5= 6.5 ml
% en protéine= 0.0014 x 6.5 x 250 x 6.40
% en protéine = 14.56
Le taux de en protéine est de 14.56%
II.6.2.5. P
H
On a trouvé après lecture que le =3.5
PH
II.6.2.6. GLUCIDE
Le pourcentage de glucide dans la mayonnaise, après lecture au refractomètre est
de 0
II.6.4. PREPARATION DE SAUCISSE A BASE DE KIKANDA
II.6.4.1. Matériels
● Panier ;
● Bassin en plastique ;
● Passoire ;
● Etuve ;
● Séchoir ;
● Broyeur ;
● Tamis ;
● Bocaux en plastique ;
● Bocaux en verre ;
● Balance ;

● Cuillère ;
● Malaxeur ;
● Couteaux ;
● Râpeuse.
II.6.4.2 Matières premières
● 350 g de Kikanda en poudre ;
● 2150 g de farine de cacahuètes ;
● 100 g de froment ;;
● 11 litre d’eau ;
● 100 g de tri-polyphosphate de sodium ;
● 20 g d’oignon ;
● 50 g de bicarbonate de sodium ;
● 100 g de sel.
II.6.4.3 Mode opératoire
● Chauffer 11 litres d’eau dans un récipient à au moins 100°C ;
● Ajouter 20 g de sel de table ;
● Ajouter 21050 g de farine de cacahuètes ;
● Malaxer graduellement jusqu’à l’obtention d’une bouille cuite (photo2.10)
Photo 2.10. Opération de malaxage de bouillie
● Ajouter les épices, les liants ;
● Ajouter progressivement 350 g de la farine de Kikanda ;

● Malaxer continuellement le mélange jusqu’à l’obtention d’une pate consistante ne
collant ni aux parois du récipient ni aux spatules.
Apres la cuisson de la pâte, celle-ci est directement introduite dans la bourreuse.
A l’aide de cette dernière, on fait le bourrage des boyaux, comme illustré dans les photos 2.11
et 2.12.
Photo 2.11. Opération de conditionnement
Photo 2.12. Opération de bourrage
Le poids total d’entrée est de 13920 g ;
Le poids total de notre produit est de 10.395(photo…)
Ƞ X 100 4.6%
= 13.92
10.395
= 7

Ƞ est le rendement de l’opération, ce rendement est justifié car une grande partie d’eau c’est
évaporé.
CONCLUSION
Durant un mois de stage, nous avions reçu un bon encadrement et une bonne
formation par des agents qualifiés. Surtout un bon suivi de notre présence et aptitude à la
participation aux exercices pratiques d’expérimentation.
Notre stage s’est déroulé au laboratoire de science des aliments où nous avons
assisté à l’analyse de la mise en évidence des certaines substances chimiques contenues dans
les aliments. Ces substances sont : les tanins, les alcaloïdes, saponines, stéroïdes, quinones,
terpenoïdes et flavonoïdes.
Nous pensons qu’avec les analyses de laboratoire telles que effectuées au centre
de recherche agro-alimentaire, les conditions sécuritaires et de santé ne sont pas réunies.
L’énergie constitue un handicap pour certaines manipulations suspendues en cour, à cause des
ruptures intempestives et délestage en courant électrique.

rapport-de-stage pour les professionnelle

rapport-de-stage pour les professionnelle

Recommandé

Recommandé

Contenu connexe

Similaire à rapport-de-stage pour les professionnelle

Similaire à rapport-de-stage pour les professionnelle (20)

rapport-de-stage pour les professionnelle