Identification et sensibilite_antibiotique_daggregatibacter_actinomycetemcomitans__etude_in_vitro

I
Mémoire du Master N° :
Intitulé :
IDENTIFICATION ET SENSIBILITE ANTIBIOTIQUE
D’AGGREGATIBACTER ACTINOMYCETEMCOMITANS :
ETUDE IN VITRO
Présentée et soutenue par :
Marouane Ghandor
Le 18 septembre 2018
marouane.ghandor@gmail.com
JURY
Professeur Wiam RERHRHAYE
Faculté de Médecine Dentaire
Rabat Université Mohammed V Rabat
Présidente de jury
Professeur Samir ERRAJI
Université Mohammed V Rabat
Examinateur
Professeur Oumkeltoum ENNIBI
Université Mohammed V Rabat
Rapporteur
UNIVERSITE MOHAMMED V DE RABAT
FACULTE DE MEDECINE DENTAIRE
LABORATOIRE DE BIOTECHNOLOGIE ORALE

I
RESUME :
Les maladies parodontales sont des pathologies inflammatoires résultant d’infections
bactériennes mixtes et aboutissant à une altération du parodonte. Au Maroc la prévalence de
la parodontite est beaucoup plus importante. Dans cette étude l’Aggregatibacter
actinomycetemcomitans ; une bactérie responsable de parodontite agressive a été isolée et
identifiée pour étudier sa sensibilité vis-à-vis les antibiotiques.
Pour étudier la sensibilité de la bactérie, des antibiogrammes ont été réalisés en
aérobiose et anaérobiose. Après on a effectuée des tests pour déterminer la concentration
minimale inhibitrice (CMI) et bactéricide (CMB) des agents antimicrobiens qui ont donnés
des zones d’inhibition importantes.
L’A. actinomycetemcomitans a été Gram négatif, oxydase négative et catalase positif.
Elle a été sensible à l’amoxicilline, amoxicilline plus acide clavulanique, la doxycycline, la
spiramycine, la minocycline et la ciprofloxacine, et résistante au métronidazole.
L’objectif de ce travail était d’isoler et identifier les caractéristiques culturaux,
biochimiques, morphologique et la sensibilité antibiotique vis-à-vis aux sept antibiotiques de
l’Aggregatibacter actinomycetemcomitans pris d’un prélèvement au sein du service de
parodontologie du Centre de Consultation et de Traitement dentaire (CCTD) de Rabat.
Mots clefs : Aggregatibacter actinomycetemcomitans, antibiotique, parodontite
agressive.

II
DEDICACES
Je dédie ce mémoire :
À mon très cher père et très chère mère qui ont fait de moi ce que je suis, à mes sœurs et mon
frère qui ont toujours cru en moi, pour leur amour et leur soutien, puisse, que Dieu, le grand
puissant, vous prêter santé et longue vie plein de bonheur.
A tous mes amis : Mohammed HAJJAJ, Hassane GOULAHSEN, Karim RABEH, Imad
LASFAR, Mamia KHAYA, je n’oublierai jamais les monuments qu’on a passé ensemble,
vous encouragement et soutien, que Dieu le grand puissant, vous donne une vie plein de
bonheur et de prospérité.
A tous ce qui ont participé de près ou de loin à la réalisation de ce travail.
A toutes les étudiantes et étudiants du master biologie et matériaux du milieu buccal,
promotion 2016, faculté de médecine dentaire Rabat, je vous souhaite un avenier plein de
bonheur
A tous les enseignant du master biologie et matériaux du milieu buccal.

III
REMERCIEMENTS
Je tiens à exprimer ma plus profonde gratitude à tous ceux qui, de près ou de loin, ont
contribué à la réalisation de ce mémoire.
Je remercie Mme le Professeur Nawal BOUYAHYAOUI, Doyen de la Faculté de
Médecine Dentaire de Rabat, de m'avoir autorisé la réalisation du stage au laboratoire du
biotechnologie orale au sein de la faculté de médecine dentaire Rabat.
Je remercie Mme le Professeur Sana Rida, Doyen honoraire de la Faculté de
Médecine Dentaire de Rabat, de m'avoir autorisé initialement la réalisation du stage au
laboratoire du biotechnologie orale au sein de la faculté de médecine dentaire Rabat et
également d’avoir participé largement à son financement.
Je remercie Mme le Professeur Wiam RERHRHAYE coordonnatrice du Master
Biologie et Matériaux du milieu buccal de m'avoir autorisée à m'inscrire dans ce master, Je la
remercié également pour l’honneur qu’elle m’a fait de présider ce jury.
Je remercie également Mme le Professeur Oum Keltoum ENNIBI, Chef de service
de Parodontologie, à la Faculté de Médecine Dentaire de Rabat et encadrante de ce mémoire,
qui a bien voulu assurer mon encadrement scientifique et accueillir au laboratoire de
biotechnologie orale.
Un grand merci à Mme Sanae AKKAOUI responsable du laboratoire biotechnologie
orale pour son soutien, accompagnement et orientation, nous avons été touchés par votre
gentillesse et votre compétence.

IV
TABLE DES MATIERES
Liste des abreviations ...............................................................................................................VI
Liste des tableaux.....................................................................................................................VI
Liste des figures.......................................................................................................................VII
INTRODUCTION ....................................................................................................................1
PREMIERE PARTIE : GENERALITES SUR LES MALADIES PARODONTALES ET
AGGREGATIBACTER ACTINOMYCETEMCOMITANS ..............................................2
1. Généralités sur les maladies parodontales......................................................................... 3
2. Rôle des Bactéries dans l’étiologie des maladies parodontales ........................................... 4
3. Aggregatibacter actinomycetemcomitans......................................................................... 5
3.1. Données épidémiologiques........................................................................................... 5
3.2. Les caractéristiques morphologiques d’A. actinomycetemcomitans............................. 6
3.3. Les caractéristiques biochimiques d’A. actinomycetemcomitans................................. 6
3.4. Les sérotypes d’A. actinomycetemcomitans............................................................... 7
3.5. La transmission d’A. actinomycetemcomitans ........................................................... 8
3.6. Les facteurs de virulence de A. actinomycetemcomitans............................................. 8
4. Les antibiotiques en parodontologie ............................................................................10
4.2. Les pénicillines ..................................................................................................10
4.3. Les tétracyclines.................................................................................................12
4.4. Les macrolides ...................................................................................................12
4.5. Les lincosanides .................................................................................................13
4.6. Les nitro-imidazolés ...........................................................................................14
4.7. Fluoroquinolones ...............................................................................................15
DEUXIEME PARTIE : ETUDE EXPERIMENTALE.......................................................16
1 OBJECTIF DE L’ETUDE ................................................................................................17
2 MATÉRIELS ET MÉTHODES ....................................................................................17
2.1 Population ....................................................................................................................17
2.2 Critères d’inclusion et d’exclusion..................................................................................17
2.3 Prélèvement des échantillons..........................................................................................17
2.4 Préparation du milieu culture « Dentaid-1 » pour l’isolement d’A. actinomycetemcomitans
18
2.5 Mise en culture des prélèvements ...................................................................................18
2.5.1 Ensemencement.....................................................................................................18
2.5.2 Incubation .............................................................................................................19
2.6 Identification de A. actinomycetemcomitans ...................................................................19
2.6.1 Les tests biochimiques............................................................................................19

V
2.6.1.1 Test à la Catalase...............................................................................................19
2.6.1.2 Test de l’oxydase................................................................................................19
2.6.1.3 Coloration de Gram............................................................................................19
2.7 Sensibilité antibiotique ..................................................................................................20
2.7.1 Choix des antibiotiques ..........................................................................................21
2.7.2 Test de diffusion en disque .....................................................................................21
- Sélection des colonies ................................................................................................22
- Préparation et Standardisation de la suspension d'inoculum ..........................................22
- Inoculation de la boite ................................................................................................23
- Ajout des disques antibiotiques...................................................................................24
- Incubation des boites..................................................................................................24
2.7.3 Détermination de la Concentration Minimale Inhibitrice (CMI) et la Concentration
Minimale Bactéricide (CMB) ................................................................................................25
2.7.3.1 Détermination de la Concentration Minimale Inhibitrice .......................................25
2.7.3.1.1 Préparation des solutions mère des agents antimicrobiens ................................25
2.7.3.1.2 Procédures de dilution du bouillon (Microdilution) .........................................26
2.7.3.2 Détermination de la Concentration Minimale bactéricide ......................................28
3 RÉSULTATS ...................................................................................................................29
3.1 Identification des isolats.................................................................................................29
3.2 Les tests biochimiques ...................................................................................................29
3.2.1 Test de la catalase ..................................................................................................29
3.2.2 Test de l’oxydase ...................................................................................................30
3.2.3 Coloration de Gram................................................................................................30
3.3 Sensibilité antibiotique ..................................................................................................31
3.3.1 Mesure de la zone d’inhibition ................................................................................31
3.3.2 La concentration minimale inhibitrice et la concentration minimale bactéricides des
agents antimicrobiens............................................................................................................33
4 DISCUSSION ..................................................................................................................34
CONCLUSION :.....................................................................................................................37
REFERENCES .......................................................................................................................38

VI
LISTE DES ABREVIATIONS
Aa : Aggregatibacter actinomycetemcomitans
AMC : Amoxicilline + acide clavulanique
AML : Amoxicilline
DO : Doxycycline
MTZ : Métronidazole
SP : Spiramycine
CIP : Ciprofloxacine
MH : Minocycline
BC : Bacitracine
APP : Académie américaine de parodontologie
TTC : Triphényl Tétrazolium Chloride
CMI : Concentration Minimale Inhibitrice
CMB : Concentration Minimale Bactéricide
TSBV : Tryptic soy-serum-bacitracin-vancomycine
IL-1 : Interleukine 1
TNF : Tumor Necrosis Factor
CLSI : Clinical and Laboratory Standards Institute
NCCLS : National Committee for Clinical Laboratory Standards
BHIA : Brain Heart Infusion Agar
PCR Polymerase Chain Reaction
ADN Acide Désoxyribonucléique
LISTE DES TABLEAUX
Tableau 1 : Les antibiotiques qui constituent l'antibiogramme et leurs concentrations aa ......21
Tableau 2: Diamètres d’inhibition (mm) obtenus par la méthode de diffusion en disque. M :
moyenne ; ET : écarte type.......................................................................................................32
Tableau 3: les diamètres des zones d'inhibitions ainsi les CMI standards des agents
antimicrobiens selon le document M100 S23 du CLSI [67] ....................................................32
Tableau 4: Les concentrations minimales inhibitrice et bactéricide de l’amoxicilline plus acide
clavulanique, amoxicilline, ciprofloxacine, doxycycline et minocycline. ...............................33

VII
LISTE DES FIGURES
Figure 1 : Schéma des tissus qui constituent le parodonte, G : gencive, PL : ligament
parodontale, RC : cément, AP : l'os alvéolaire [1] .....................................................................3
Figure 2 : (A) parodonte sain, (B) gingivite, parodontite (C et D) [3].......................................4
Figure 3: Structure d’amoxicilline (A) et acide clavulanique (B) [43, 44] ..............................11
Figure 4: Molécule de la doxycycline (A) et Minocycline (B)[46]..........................................12
Figure 5: Structure de la spiramycine [48]. ..............................................................................12
Figure 6: Structure de la clindamycine-HCI [43].....................................................................13
Figure 7:Structure du métronidazole [43] ................................................................................14
Figure 8: Structure du ciprofloxacine [61] ...............................................................................15
Figure 9 : Les ingrédients du milieu de culture Dentaid-1.......................................................18
Figure 10: Paroi des bactéries à Gram négative (A) versus Gram positive (B) (non à l'échelle)
[63]. ..........................................................................................................................................20
Figure 11: Les disques d'antibiotiques utilisés dans l'antibiogramme, (Oxoid®) ; (A et B) :
Paquets contenant des cartouches, (C) : cartouche contenant les disques................................21
Figure 12 : Sélection des colonies d’A. actinomycetemcomitans à partir d’une culture fraiche
de 24h. ......................................................................................................................................22
Figure 13 : Standardisation de la suspension d'inoculum à l’aide de l’appareil Sensititre®
Nephelometer (A) : calibration de l’appareille avec l’étalon 0.5 McFarland. (B) :
standardisation de la suspension d’inoculum. ..........................................................................23
Figure 14 : Inoculation de la boite............................................................................................24
Figure 15: Incubation des boites en aérobiose et anaérobiose dans l’étuve à 37°C .................24
Figure 16: Incubation des plaques de microdilution à l'étuve ..................................................27
Figure 17: Triphényl Tétrazolium Chlorid ...............................................................................27
Figure 18: Incubation des boites pour les tests de CMB..........................................................28
Figure 19 : Une colonie d’A. actinomycetemcomitans vue au microscope photonique...........29
Figure 20 : Test de la catalase ..................................................................................................29
Figure 21 : Test de l'oxydase....................................................................................................30
Figure 22: Coloration de Gram d'A. actinomycetemcomitans..................................................30
Figure 23: Mesure des zones d'inhibition des boites................................................................31
Figure 24 : Résultats de l'antibiogramme après l'incubation....................................................31
Figure 25: Boite contenant les agents antimicrobiens après 24h d'incubation.........................31
Figure 26: Changement de couleur au niveau des puits de la microplaque en présence
d’activité bactérienne sous l’effet de la solution TTC..............................................................33
Figure 27: Le test de la concentration minimal bactéricide de la minocycline sur une boite de
gélose au sang, la CMB correspond à l’inoculation du puits H3 .............................................33

1
INTRODUCTION
Les parodontites sont des maladies infectieuses à manifestation inflammatoire. Ils
s’agissent d’affections très courantes dans lesquelles les gencives et/ou les structures
parodontales profondes deviennent enflammées. Cette inflammation des gencives, qui prend
habituellement la forme d'une rougeur, d'un gonflement et d'une tendance à saigner pendant le
brossage des dents, est la réponse de l'organisme à certaines bactéries qui ont été accumulées
sur les dents. Bien que faisant partie du système de défense du corps, cette réponse
inflammatoire peut éventuellement causer de graves dommages. L’inflammation peut se
propager au-dessous des gencives et le long des racines des dents, causant la destruction du
ligament parodontal et l'os alvéolaire s’exprimant cliniquement par une parodontite avec
présence de poche parodontale, de perte d’attache et d’alvéolyse.
Certaines espèces bactériennes ont un potentiel pathogène pour les tissus parodontaux.
Leur identification est directement liée au diagnostic et à la notion de potentiel évolutif des
maladies parodontales. Parmi ces bactéries, l’Aggregatibacter actinomycetemcomitans, a
suscité beaucoup d’intérêt de la part des chercheurs vu sa haute virulence. L’Aggregatibacter
actinomycetemcomitans, reste une des bactéries spécifiques des parodontites agressives
localisées. Il s’agit en effet de l’espèce prédominante dans les sites atteints.
Pour l’éradication de ce germe, le traitement de base des parodontites qui lui sont associés
est le débridement mécanique associé à une antibiothérapie.
Le but de notre travail est d’isoler et identifier A. actinomycetemcomitans en étudiant leurs
caractères biochimiques et culturaux et de déterminer leur sensibilité antibiotique aux sept
antibiotiques les plus utilisés dans le traitement parodontal.

2
PREMIERE PARTIE :
GÉNÉRALITÉS SUR LES MALADIES PARODONTALES ET
AGGREGATIBACTER ACTINOMYCETEMCOMITANS

3
1. Généralités sur les maladies parodontales
Les maladies parodontales sont des pathologies inflammatoires résultant d’infections
bactériennes mixtes et aboutissant à une altération des tissus de soutien de la dent ou Le
parodonte (para : autour de, et odontos : dent). Ce dernier est constitué par l’ensemble des
tissus qui entourent et soutient la dent qui sont : la gencive, l’os alvéolaire, le cément et le
ligament parodontale comme représenté dans la figure 1 [1].
Figure 1 : Schéma des tissus qui constituent le parodonte, G : gencive, PL : ligament parodontale, RC :
cément, AP : l'os alvéolaire [1]
En résumé, on peut distinguer deux grandes familles de maladies parodontales :
Les gingivites (figure 2 B) sont la forme la plus bénigne de la maladie parodontale, est
causée par le biofilm bactérien (plaque dentaire) qui s'accumule sur les dents adjacentes à la
gencive. La gingivite n'affecte pas les structures de soutien sous-jacentes des dents et est
réversible [2]. Cependant, Les parodontites (figure 2 C et D) sont caractérisées par la perte
de tissu conjonctif et de l'os alvéolaire de soutien [3] et sont une cause majeure de perte de
dents chez les adultes. Les parodontites : désigne la destruction de l’ensemble des tissus de
support de la dent incluant l’os alvéolaire, le ligament parodontal et le cément, conséquence
d’une infection mixte causée par un groupe spécifique de bactéries et de la réponse immuno-
destructrice de l’hôte [4].

4
Figure 2 : (A) parodonte sain, (B) gingivite, parodontite (C et D) [3]
Les maladies parodontales sont très répandues et peuvent affecter jusqu'à 90% de la
population mondiale [2]. Au Maroc la prévalence de la parodontite est beaucoup plus
importante. D’après l’enquête épidémiologique réalisée en 2012 par la Direction de
l’Epidémiologie et de Lutte contre les Maladies (DELM), les parodontopathies (gingivites et
parodontites) affectent 43,2% des enfants de 12 ans, 59,7 % des adolescents de 15 ans et 77 %
des adultes entre 35 et 44 ans [5].
Cependant, très peu de données sont disponibles quant à la prévalence des
parodontites agressives et chroniques. En effet, les études qui ont été entreprises sur ce sujet
restent fragmentaires et ne peuvent cerner toutes les dimensions de cette pathologie avec
précision [5]. La prévalence de la parodontite agressive a été estimée à 7,6% chez une
population âgée de 14 à 18 ans [6].
2. Rôle des Bactéries dans l’étiologie des maladies parodontales
Les maladies parodontales sont multifactorielles, faisant intervenir une composante
microbienne, bactérienne principalement, et une composante immunogénétique. Des facteurs
locaux ou généraux peuvent en modifier l’expression clinique.
La cavité buccale abrite un des écosystèmes bactériens les plus complexes de
l'organisme [7], composé de plus de 500 espèces. Dès la naissance, la flore buccale va se
constituer à partir de l’environnement et au contact de la mère. Un sujet adulte peut être
colonisé par 150 espèces différentes. Le nombre de bactéries supra-gingivales peut dépasser
109 sur une seule surface dentaire. Les bactéries colonisent continuellement les surfaces
dentaires et établissent entre elles des relations de coopération ou d’antagonisme. La flore
commensale d’un sujet avec un parodonte sain est essentiellement constituée de
Capnocytophaga sp, Lactobacillus acidophilus, L. casei, les spirochètes (Treponema sp),
A B C D

5
Actinomyces naeslundii, A. viscosus, Fusobacterium nucleatum, Prevotella sp, Neisseria sp.
Streptococcus mitis, S. sanguinis et Veillonellasp [8].
Conformément au rapport consensuel du World Workshop en Parodontologie (1996)
Aggregatibacter actinomycetemcomitans, Porphyromonas gingivalis et Tannerella
forsythia sont considérés comme les principaux pathogènes des maladies parodontales
répondant aux postulats de Koch revisité [1, 9]
Il existe bien d’autres bactéries que l’on peut rencontrer dans les maladies
parodontales qui participent à un écosystème local d’un point de vue nutritionnel et de
l’adhésion, mais dont le rôle pathogène n’a pas été retenu. Cependant, on peut tout de même
considérer d’autres microorganismes comme étant des pathogènes potentiels, aux vues de la
littérature abondante qui leur est consacrée : Prevotella intermedia, Fusobacterium
nucleatum, Eikenella corrodens, Campylobacter rectus et Spirochètes. Leur nombre varie
selon les symptômes cliniques et les individus [5].
La parodontite agressive est associée fortement à la présence d’A.
actinomycetemcomitans. Dans la parodontite chronique, P. gingivalis est considérée comme
agent étiologique majeur [10, 11].
3. Aggregatibacter actinomycetemcomitans
Aggregatibacter actinomycetemcomitans est un agent pathogène parodontal important
connu pour ses fortes caractéristiques de virulence qui causent la maladie parodontale. La
détection de A. actinomycetemcomitans facilite le développement d'un meilleur plan de
traitement pour les patients atteints de parodontite agressive [12]. A. actinomycetemcomitans
est une membre du genre Aggregatibacter appartenant à la famille des Pasteurellaceae ;
bactéries gram-négatives, anaérobies facultatives [13] et habitant fréquent de la cavité buccale
[14], seul ou liée avec d'autres agents pathogènes parodontaux[15].
3.1. Données épidémiologiques
A. actinomycetemcomitans est retrouvé et répandu dans le monde entier. Cependant,
une répartition géographique inégale a été mise en évidence selon le sérotype et l’origine
ethnique des individus [16]. Au Maroc, Une prévalence de 8,7% du clone JP2, chez 217
adolescents marocains, a été enregistrée en 2001 [17]. En 2012, dans un échantillon de 70
marocains atteints de parodontites agressives 77% étaient Aa clone JP2 positifs [18]. Dans
une autre étude en 2013, portant sur un échantillon de 32 sujets dont 20 atteints de

6
parodontites agressives, un taux 83% de A. actinomycetemcomitans a été relevé [19].
Cependant, ce germe serait peu fréquent en nord de l’Europe et aux Etats Unis et est
généralement retrouvé chez les familles migrant de l’Afrique. Une fréquence élevée a été
également retrouvé au Brésil et dans certains pays africains.
3.2. Les caractéristiques morphologiques d’A.
actinomycetemcomitans.
Les caractéristiques morphologiques et cultuelles d’A. actinomycetemcomitans ont été
décrites, pour la première fois, par Klinger en 1912 [13]. Klinger [20] a introduit le terme
Bacterium actinomycetemcomitans à une bactérie coccobacille qui est isolée avec
Actinomyces dans une lésions de l'actinomycose cervico-faciale. Puis son appellation a été
modifiée à plusieurs reprises : Actinobacillus actinomycetemcomitans [21], Haemophilus
actinomycetemcomitans[22], jusqu’à sa dénomination actuelle. Aggregatibacter
actinomycetemcomitans [23].
A. actinomycetemcomitans est un gram négatif, capnophile, dans la taille est
approximativement : 0.4 ± 0.1 µm et dont la surface est composée de vésicules membranaires
de nature polysaccharidique.
A. actinomycetemcomitans est un bacille anaérobie, non motile, non hémolytique,
formant sur le milieu sélective TSBV [24] (milieu gélosé utilisé pour la culture du A.
actinomycetemcomitans, composé de 4% de trypto-caseïne de Soja, 1 g/L d’extrait de levure,
10% de sérum de cheval, 75 µg/ml de bacitracine et de 5 µg/ml de vancomycine) des colonies
de petites taille : 0.5 à 1 mm de diamètre, aux contours irrégulières, translucides, leur surface
bombée et lisse peut présenter parfois une image étoilée. Ces colonies sont de consistance
ferme et adhérente à la gélose.
3.3. Les caractéristiques biochimiques d’A.
actinomycetemcomitans
Slots [25] a étudié 135 caractères biochimiques dans 6 souches de référence et 130 souches
de A. actinomycetemcomitans fraîchement isolées de la cavité buccale. Tous les isolats
étaient gram-négatives non motiles, ont tous décomposé le peroxyde d'hydrogène (H2O2),
oxydase-négatifs et benzidine-positifs, réduisent le nitrate en nitrite, produisaient des
phosphatases alcalines, A. actinomycetemcomitans est capable aussi d’induire la fermentation
du fructose, glucose, mannose et des résultats variables de fermentation ont été obtenus avec
la dextrine, maltose, mannitol et xylose.

7
Pulverer et ko (1972) [13] ont utilisé la capacité fermentative du A.
actinomycetemcomitans pour définir les différents biotypes de ce microorganisme. La
présence de plusieurs biotypes de A. actinomycetemcomitans a été rapportée pour la première
fois par King et Tatum (1962) [13].
Les réactions de fermentation du galactose, mannitol et xylose ont permis la définition
de 8 biotypes, alors que la fermentation de la dextrine, du maltose, du mannitol et du xylose a
permis la définition de 10 biotypes [13].
Slots (1982) [25] a étudié 135 caractères biochimiques de 130 souches d’A.
actinomycetemcomitans fraîchement isolées de la cavité buccale. Tous les isolats ont
décomposé le peroxyde d'hydrogène (H2O2) et oxydase-négatifs, les mêmes résultats obtenus
par Anitha et al., (2017) [26] dans une identification biochimique d’isolats d’A.
actinomycetemcomitans dans une population indienne de 40 patient atteint de parodontite
agressive.
3.4. Les sérotypes d’A. actinomycetemcomitans
Zambom et al., (1983) en utilisant des techniques d’immunofluorescence indirecte ont
défini 3 sérotypes d’A. actinomycetemcomitans : a, b et c [27]. Ces sérotypes étaient similaires
à ceux décrite auparavant par king et tatum (1962) [13].
Ultérieurement, 3 autres sérotypes d’A. actinomycetemcomitans ont été décrit donnant
lieu à 6 sérotypes au total: a, b, c, d, e et f [28, 29]. Les sérotypes a et b sont les plus
fréquentes retrouvé dans la cavité buccale alors que le sérotype c constitue uniquement 10%
des isolats de la cavité buccale, ce sérotype semble être particulièrement fréquent dans les
infections extra-orales [13]. Tous dernièrement un sérotype g a été décrit.
Asikainen et al., (1991) ont observés une fréquence élevée du sérotype b chez les
patients souffrant de la parodontite et du sérotype c chez les patients présentant un parodonte
sein [30]. Pour les patients atteints de parodontite agressive localisé, le sérotype b apparait
très dominant et représente 62 à 87 % des A. actinomycetemcomitans détectés[13]. Cette forte
association du sérotype b avec la parodontite agressive localisée a été établie par de
nombreuses études. En effet en étudiant 29 patients atteints de parodontite agressive localisée,
Zambon et al., (1993) ont retrouvé la prévalence du sérotype b, deux fois plus élevée que celle
du sérotype a et c [31].Sixou et al., ont mis en évidence le sérotype b chez 71% des sujets

8
présentant une parodontite agressive localisé [32]. Ces résultats suggèrent que le sérotype b
possède un potentiel pathogène très élevé.
La plupart des individus arborent un seul sérotype de A. actinomycetemcomitans [31].
Il existe également plusieurs souches qui correspond aux différents sérotypes, par exemple,
les souches Y4, ATCC 29522, ATCC 29524 et JP2 correspond au sérotype b, ATCC 29523
au sérotype a et NCTC 9710 au sérotype c [30].
L’A. actinomycetemcomitans présent aussi un grand nombre de génotypes. Malgré
cette multiplicité génotypique, la cavité buccale serait infectée selon un mode monoclonal par
un nombre restreint de souche.
Le clone JP2, se présente comme un vrai pathogène hautement impliqué dans les
parodontites agressives [33]. Cette souche de A. actinomycetemcomitans se caractérise par la
délétion de 530pb au niveau de son capital génétique et par conséquent sa production élevée
de leucotoxine [34].
3.5. La transmission d’A. actinomycetemcomitans
La transmission intrafamiliale de l’A. actinomycetemcomitans a fait l’objet de
nombreuses études. Il a été démontré que cette dernière peut être transmise par contact direct
entre les membres d’une même famille, cette transmission peut s’effectuer par contacte
directe, de personne à personne, ou par contacte indirect par l’intermédiaire d’un objet tel que
brosse à dent commune. Une similitude biotypique et sérotypique a été toujours mise en
évidence entre les souches de A. actinomycetemcomitans isolées chez les mêmes membres
d’une même famille [35, 36].
3.6. Les facteurs de virulence de A. actinomycetemcomitans
La pathogénie débute toujours par l’adhérence de l’A. actinomycetemcomitans à des sites
déterminés de l’hôte. Les différentes structures responsables de cette adhérence sont portées à
la surface de la bactérie et porte le non générale d’adhésines.
La paroi du A. actinomycetemcomitans est recouverte de fins prolongements cytoplasmiques
de nature protéique : Fimbriae, qui porte des protéines particulières intervenant directement
dans les phénomènes d’adhérence bactérienne aux dents et aux cellules épithéliales du
parodonte [37].

9
Le collagène est la protéine extracellulaire de structure la plus importante du tissu
conjonctif. A. actinomycetemcomitans est capable de synthétiser des enzymes protéolytiques
très actives, en particulier les collagénases [37]. Ces enzymes augmentent sensiblement le
pouvoir d’invasion d’A. actinomycetemcomitans et lui permettent la dégradation et
l’utilisation des protéines des tissus conjonctif.
A. actinomycetemcomitans produit des métabolites cytotoxiques vis-à-vis des
fibroblastes tels que : l’ammoniaque, l’acide gras indole et amines [38]. Ces cytotoxines,
activement libérés dans le milieu extérieur, sont capable de provoquer une inhibition de la
prolifération des fibroblastes et par conséquent, une réduction de la synthèse du collagène
[39].
Les lipopolysaccharides d’A. actinomycetemcomitans, ou endotoxines, constitue un
facteur important de destruction cellulaire. En effet, ils ont la capacité d’induire chez les
polynucléaires neutrophiles, les macrophages, et à moindre degré, chez les fibroblastes et les
kératinocytes, la production d’enzymes lytiques. Ces enzymes appartiennent à la famille des
métalloprotéinases matricielle (MMP), des endopeptidases qui clivent les constituants de la
matrice extracellulaire.
Les lipopolysaccharides sont aussi capables d’induire une résorption osseuse soit
directement soit indirectement en activant la production de médiateurs de l’inflammation
immune : les cytokines par les lymphocytes et les macrophages attirés sur place [38]. Ces
cytokines, à leurs tours, activeront chez certaines cellules cibles soit des cellules
inflammatoires soit des cellules constitutives du parodonte, un ou plusieurs mécanismes de
dégradation tissulaire.
Les cytokines les plus actives sont l’interleukine 1 (IL1) et le facteur de nécrose des
tumeurs (TNF-a). L’IL1 stimule la production de prostaglandine en particulier de la
prostaglandine E, qui est un puissant médiateur de résorption osseuse par activité
ostéoclastique [38].
Certaines souches de A. actinomycetemcomitans excrètent une leucotoxine leur
permettent de contourner les barrières de protection et système de défense locale que leur
appose l’hôte infecté. La leucotoxine produite par A. actinomycetemcomitans se montre
particulièrement active sur les neutrophiles, mais aussi sur les lymphocytes T et B [38].

10
Elle est capable à faible dose de minimiser l’activité phagocytaire et la mobilité des
leucocytes, et de les lyser à des doses plus élevées [37] Les souches de A.
actinomycetemcomitans qui produisent des taux élevés de leucotoxines et donc les plus
virulents, semblent être les souches JP2 du sérotype b [39].
Les polynucléaires neutrophiles sont considérés comme étant le principal système de
défense phagocytaire au niveau du sillon gingivo-dentaire. A. actinomycetemcomitans peut
perturber cette défense en provoquant une altération du fonctionnement normal des
neutrophiles. Il est capable d’élaborer des facteurs inhibant le chimiotactisme, ce qui interfère
avec l’aptitude des polynucléaire neutrophiles à atteindre le site d’invasion bactérienne [39].
Il peut également produire des substances inhibant la production du peroxyde
d’oxygène (H2O2) par les neutrophiles. De plus, A. actinomycetemcomitans dispose des
structures membranaires qui empêche la fixation de la bactérie aux neutrophiles et la protège
contre la phagocytose [40].
A. actinomycetemcomitans élabore de plusieurs activateurs polyclonaux des
lymphocytes B qui contribuent à la pathogénèse de la maladie parodontale. Ces facteurs
induisent la production par les cellules B d’anticorps possédant des déterminants sans relation
avec l’agent antigénique.
Ils peuvent également induire la libération de lymphokines telle que : facteurs
chimiotactiques assurant la médiation des réaction inflammatoires et le facteur activant les
ostéoclastes et entrainant par conséquent une lyse osseuse [41].
4. Les antibiotiques en parodontologie
Sont détaillés ici les antibiotiques qui présentent un intérêt dans le traitement des
maladies parodontales.
4.2. Les pénicillines
Elles appartiennent à la famille des bêtalactamines, car elles possèdent un cycle bêta-
lactame. Elles constituent une famille d'antibiotiques bactéricides à large spectre [42].
L’amoxicilline (figure 3 A), une de ces nouvelles molécules, est une pénicilline du
groupe A ou amino-pénicilline, elle appartient aux dérivés de l'ampicilline. Elle possède une

11
excellente activité contre les bactéries à Gram négatif et positif. Elle bénéficie d'une bonne
absorption en cas d'administration par voie orale et d'une bonne diffusion dans le fluide
gingival [43].
A B
Figure 3: Structure d’amoxicilline (A) et acide clavulanique (B) [43, 44]
Malheureusement, l'amoxicilline est très sensible aux bêta-lactamases bactériennes. La
bêta-lactamase est une enzyme produite par un certain nombre de bactéries, qui hydrolyse le
noyau bêta-lactame. Il en résulte la formation d'un acide pénicillinique qui n'a pas d'activité
antimicrobienne. Les bêta-lactamases sont relativement fréquentes dans les poches
parodontales, leur incidence montrant une corrélation positive avec la profondeur de poche
[45]. Ajoutée à la résistance bactérienne due au biofilm, la sensibilité aux bêta-lactamases
peut expliquer le manque d'efficacité observé de l'amoxicilline. En conséquence, l'utilisation
de l'amoxicilline en tant que complément à la thérapie parodontale est limitée [42].
La combinaison d'amoxicilline avec un inhibiteur de bêta-lactamase, l'acide
clavulanique (figure 3 B) peut être employé. L'acide clavulanique ne présente pas d'activité
antimicrobienne, mais il contient un noyau bêta-lactame non protégé. De nombreuses bêta
lactamases d'origine orale ont plus d'affinité avec l'acide clavulanique qu'avec l'amoxicilline,
et leur liaison préférentielle à l'acide clavulanique empêchera par compétition, l'hydrolyse du
noyau bêta-lactame de l'amoxicilline. Ainsi, les bactéries normalement résistantes à
l'amoxicilline en raison de la production de bêta-lactamase pourront être sensibles à la
combinaison de l'amoxicilline et de l'acide clavulanique [43].

12
4.3. Les tétracyclines
A B
Figure 4: Molécule de la doxycycline (A) et Minocycline (B)[46]
Les cyclines ont été largement utilisées dans le traitement des formes réfractaires de la
maladie parodontale, y compris la parodontite agressive localisée. Ils ont la capacité de se
concentrer dans les tissus parodontaux et d'inhiber la croissance de A. actinomycetemcomitans
[47].
La tétracycline, la doxycycline et la minocycline (Figure 4) ont un même spectre
d'activité, et une résistance à l'une de ces molécules peut indiquer une résistance à chacune
d'entre elles. Les tétracyclines sont considérées comme des agents bactériostatiques mais ont
un effet bactéricide à haute concentration [43].
4.4. Les macrolides
Figure 5: Structure de la spiramycine [48].
Les macrolides sont un groupe d'antibiotiques présentant une bonne tolérance et une
faible toxicité. Les macrolides sont le plus souvent utilisés comme alternative en cas d'allergie
aux bêtalactamines pour le traitement et la prévention des infections causées par les bactéries
à Gram positif. Avec un spectre d'activité large incluant des bactéries anaérobies et anaérobies

13
facultatives, la plupart des bactéries à Gram positif liées à la cavité buccale sont sensibles à ce
médicament. Il s'agit notamment de Eubacterium sp., Propionibacterium sp., Lactobacillus
sp. Et Peptostreptococcus sp. Son usage n'est pas indiqué en tant qu'adjuvant dans le
traitement de la parodontite en raison des espèces anaérobies à Gram négatif associées avec ce
type d'atteinte, des résistances que peuvent présenter certaines souches de staphylocoques et
de streptocoques, et de l'incapacité de la molécule à se concentrer dans le fluide gingival [42].
De nouveaux macrolides apparaissent généralement supérieurs dans la mesure où ils
offrent de meilleures propriétés pharmacocinétiques, une excellente distribution tissulaire, une
demi-vie plus adaptée et une bonne activité contre de nombreuses bactéries anaérobies à
Gram négatif [43].
Parmi ceux-ci l'azithromycine est active In vitro contre un large éventail d'agents
pathogènes, dont les bactéries anaérobies à Gram négatif [49]. Le médicament a été jugé très
efficace contre tous les sérotypes de A. actinomycetemcomitans [50] et contre P. gingivales
[51] mais son activité contre d'autres agents pathogènes parodontaux n'est pas connue [42].
4.5. Les lincosanides
Figure 6: Structure de la clindamycine-HCI [43]
La clindamycine appartient au groupe des lincosanides. Ce n'est donc pas un
macrolide, même si des similitudes existent à la fois dans le mode d'action et l'éventail des
activités. Les organismes résistants à la clindamycine présentent souvent une résistance
croisée à l'érythromycine, l'inverse n'étant pas toujours vérifié. La clindamycine est active
contre la plupart des bactéries à Gram positif, y compris les anaérobies et anaérobies
facultatives. Il est particulièrement actif sur les bactéries à Gram négatif anaérobies, y compris
celles qui sont associées à la cavité orale et aux poches parodontales [42].

14
La clindamycine accède bien au liquide gingival et y maintien des concentrations
supérieures aux concentrations minimales inhibitrices pour la plupart des bactéries associées à la
parodontite agressive [52]. Toutefois, il ne doit pas être utilisé si Eikenella corrodens est
suspectée, car cet organisme est naturellement résistant. La clindamycine n'est pas indiquée dans
le traitement de la parodontite agressive en raison de la résistance in vitro d'A.
actinomycetemcomitans [53].
4.6. Les nitro-imidazolés
Les nitroimidazoles comprennent notamment le métronidazole.
Figure 7:Structure du métronidazole [43]
Ces médicaments ne sont actifs que contre les organismes anaérobies. Bien que des
résistances au métronidazole aient été signalées chez certaines bactéries anaérobies, ces
résistances sont relativement rares [54]. Le spectre d'activité des nitro-imidazolés comprend la
plupart des bacilles à Gram négatif (Porphyromonas sp., Prevotella sp., Fusobcterium sp.,
Selonema sp., Centipeda periodontii, Clostridium sp. ...). C'est un des seuls antibiotiques
montrant clairement une activité bactéricide sur Bacteroide sfragilis. Les cocci anaérobies
stricts retrouvés lors d'infections endodontiques comme Peptostreptococcus sp., y sont
sensibles également [42].
L'observation d'un effet bénéfique du métronidazole sur les gencives [55] a conduit à des
études qui ont abouti à son utilisation dans le traitement des infections par des bactéries
anaérobies. Le médicament est toujours utilisé dans le traitement des infections dues à des
protozoaires anaérobies (amibes, Giardia sp., Lamblia sp., Trichomonas sp.). Toutefois, il
trouve sa principale utilité dans le traitement des infections de la cavité buccale, de l'appareil
génital féminin et de l'intestin, associés avec des bactéries anaérobies strictes. Le
métronidazole a été utilisé avec succès dans le traitement de la parodontite ce qui est
probablement lié à sa forte activité contre les bacilles anaérobies à Gram négatif qui sont
souvent associées à la maladie [56-58]. L'administration orale de métronidazole avec de
l'amoxicilline ou l'amoxicilline et l’acide clavulanique a été utilisée avec un certain succès

15
dans le traitement des parodontites de l'enfant et de l'adulte. La combinaison de métronidazole
et l'amoxicilline a été signalé comme étant particulièrement éfficace dans le traitement des
parodontites associées à A. actinomycetemcomitans [59, 60]
4.7. Fluoroquinolones
Figure 8: Structure du ciprofloxacine [61]
La ciprofloxacine est une quinolone et est bactéricide en raison de son mode d'action
sur la réplication de l'ADN bactérien [42, 43]. Elle est active contre les bacilles gram-négatifs
[43], y compris tous les pathogènes parodontaux facultatifs et anaérobies. Puisqu'elle
démontre un effet minimal sur les espèces de Streptococcus, qui sont associées à la santé
parodontale, son administration peut faciliter l'établissement de la microflore associée à la
santé parodontale. À l'heure actuelle, la ciprofloxacine est le seul antibiotique en traitement
parodontal auquel toutes les souches d'A. Actinomycetemcomitans sont sensibles. Il a
également été utilisé en association avec le métronidazole.

16
DEUXIÈME PARTIE :
ETUDE EXPERIMENTALE

17
1 Objectif de l’étude
L’objectif ce travail est d’isoler et identifier A. actinomycetemcomitans en étudiant
leurs caractères biochimiques et culturaux et de déterminer leur sensibilité antibiotique à
l’amoxicilline plus l’acide Clavulanique, Amoxicilline, Doxycycline, Métronidazole, Spiramycine,
Ciprofloxacine et la Minocycline
2 MATÉRIELS ET MÉTHODES
2.1 Population
Les patients constituant l’échantillon de ce travail de recherche ont été recrutés parmi
les sujets se présentant au service de parodontologie du Centre de Consultation et de
Traitement Dentaire (CCTD) adjoint à la Faculté de Médecine Dentaire, Université
Mohammed V de Rabat, Maroc. Un numéro de patient était attribué, par ordre croissant, à
chaque participant en fonction de la date d’entrée dans l’étude.
2.2 Critères d’inclusion et d’exclusion
Tous les patients devaient répondre aux critères de sélection suivants : être en bon état
de santé général, n’ayant pas bénéficié d’un traitement parodontal au cours des 6 mois
précédant l’étude, être âgés entre 18 ans et 24 ans.
Les femmes enceintes ou allaitantes, les patients ayant des maladies systémiques
(diabète, cancer, maladies osseuses, traitement immunosuppresseur, etc.) et les patients ayant
pris des antibiotiques durant les 6 mois précédant l’étude ont été exclus de l’étude.
2.3 Prélèvement des échantillons
Les échantillons de plaque sous gingivale ont été obtenus par l’introduction de cônes
de papier endodontiques stériles dans la poche parodontale. Le cône de papier était inséré à
l’aide d’une précelle stérile jusqu’à obtenir une sensation de légère résistance au fond de la
poche parodontale. Il était alors laissé en place pendant 20 secondes puis retiré et
immédiatement placé dans un tube de 2 ml contenant le milieu du transport. Pour un même
patient les 4 prélèvements étaient introduits dans un même tube Eppendorf pour obtenir un
pool de plaque par patient.
Les prélèvements ont été transportés au Laboratoire de biotechnologie orale (Faculté
de médecine dentaire), et immédiatement préparés.

18
2.4 Préparation du milieu culture « Dentaid-1 » pour l’isolement d’A.
actinomycetemcomitans
 Les ingrédients du milieu de culture Dentaid-1
- BHIA (Brain Heart Infusion Agar)
- Extrait de levure
- Vancomycine
- Fumarate de sodium
- Formate de sodium
- Vancomycine, HCl (0,05N)
- Eau distillée stérile.
Figure 9 : Les ingrédients du milieu de culture Dentaid-1
Pour 1000 ml de l’eau distillée, on mélange tous les ingrédients du milieu de culture «
Dentaid-1 » (Figure 9) à l’exception de la Vancomycine.
On chauffe le mélange à 37 °C jusqu’à ébullition et en remuant de temps en temps pour
dissoudre tous les ingrédients puis on stérilise à l’autoclave à 121°C pendant 30 minutes. On
laisse refroidir jusqu’à 50-55 °C et on ajouter de la Vancomycine. On homogénéise puis on
les coule dans des boîtes de Pétri, le stockage se fait dans le réfrigérateur à 4°C.
2.5 Mise en culture des prélèvements
2.5.1 Ensemencement
Au laboratoire, les prélèvements sont homogénéisés au vortex pendant 30 secondes à
vitesse maximale, après on ensemence en stries les prélèvements à l’aide d’une ose stérile sur
le milieu de culture Dentaid-1.

19
2.5.2 Incubation
On a incubé des boites de Pétri dans une jarre en anaérobiose, en présence de Gaspack
(CO2 à 5%) à 37°C dans l’incubateur pendant 4 à 5j pour isoler A. actinomycetemcomitans.
2.6 Identification de A. actinomycetemcomitans
2.6.1 Les tests biochimiques
2.6.1.1 Test à la Catalase
Pour le test de la catalase on a utilisé l’eau oxygénée (H2O2). A l’aide d’une pipette on
a déposé trois goutes de H2O2 sur une lame puis on a ajouté à l’aide d’une ose quatre
colonies d’A. actinomycetemcomitans.
2.6.1.2 Test de l’oxydase
Pour le test de l’oxydase on utilise des disques de l’oxydase. On dispose quelques
colonies sur le disque de l’oxydase.
L'enzyme cytochrome oxydase est capable d'oxyder le substrat tétraméthyl-p-
phénylène diamine dichlorhydrate en formant un produit final coloré, l'indophénol [62]. Le
produit final violet foncé sera visible lorsqu'il est placé sur un papier filtre imprégné de
substrat lorsqu'une petite quantité de croissance provenant d'une souche qui produit l'enzyme
oxydase est placée par-dessus. La réaction a été négatif lorsque le réactif du substrat de
Kovac, sur le papier filtre, n’entraine aucun changement de couleur après que des colonies
d’A. actinomycetemcomitans sont placé sur le papier filtre avec une ose stérile.
2.6.1.3 Coloration de Gram
Dans la coloration de Gram le violet de Gentiane (1), le Lugol (2), le mélange
alcool/acétone (3), et la fushine (4) sont utilisés.
Deux lames propres neuves, et identifiées C1 et C2 pour colonies blanches et colonies
jaunâtre respectivement. A l’aide d’un ose et dans les conditions stérile deux ou trois colonies
blanches sont étalées sur la lame C1 ; et la même chose pour les colonies jaunâtre C2. Les
deux lames sont fixées à la température ambiante.
A l’aide d’une pipette les lames sont colorées avec le violet de Gentiane (60 secondes),
puis sont rincées avec l’eau distillé suivies d’un traitement avec le Lugol (30 s) ; traitement
avec un mélange d’alcool/acétone (30 s), puis la fushine (60 s).

20
Lors de la coloration de Gram de l’A. actinomycetemcomitans, une première coloration
au Crystal Violet est effectuée, qui est fixée par le Lugol, formant le complexe Crystal violet-
lugol, ensuite une solution alcoolique va fragiliser et perméabiliser la membrane contenant le
plus de lipides permettant l’élimination du complexe crystal violet-lugol du cytoplasme, c’est
l’étape de décoloration. Par l’application de la fushine dans un dernier temps les cellules sont
colorées en rose (contre-coloration).
Après l’examen microscopique du frotti d’A. actinomycetemcomitans coloré par la
coloration de Gram, les bactéries sont colorées en rose et avaient une forme de coccobacilles,
donc l’A. actinomycetemcomitans est un coccobacille a Gram négatif. De nombreuses études
ont approuvés le même résultat, la première fois par Klinger (1912) [20] puis Slots en (1982)
[25]et par Anitha et al., (2017) etc. [26].
Les bactéries à Gram négatif sont pauvres en peptidoglycanes (couche mince) et plus
riches en lipides, la membrane externe est reliée par des protéines (OmpA, lipoprotéine
muréine), de nombreuses protéines différentes sont localisées dans Sa couche externe est
composée de complexes de lipopolysaccharides (Figure 28 A) [63].
Figure 10: Paroi des bactéries à Gram négative (A) versus Gram positive (B) (non à l'échelle) [63].
2.7 Sensibilité antibiotique
Pour tester la sensibilité antibiotique on a préparé précédemment le milieu Dentaid-1 sans
vancomycine dans des boites de Pétri rectangulaires. Une identification des boites est
nécessaire (date, et numéro de boites).

21
2.7.1 Choix des antibiotiques
Les antibiotiques choisis sont celles cités dans la littérature, efficace contre l’A.
actinomycetemcomitans et les plus prescrits dans le traitement des parodontites agressives
sauf l’antibiotique témoin en l’occurrence la bacitracine qu’est citée dans la littérature comme
un constituant du milieu TSBV.
Figure 11: Les disques d'antibiotiques utilisés dans l'antibiogramme, (Oxoid®
) ; (A et B) : Paquets
contenant des cartouches, (C) : cartouche contenant les disques.
Tableau 1 : Les antibiotiques qui constituent l'antibiogramme et leurs concentrations
Antibiotiques Code Concentration
Amoxicilline +Ac Clavulanique AMC 25 µg
Amoxicilline AML 25 µg
Doxycycline DO 30 µg
Métronidazole MTZ 5 µg
Spiramycine SP 100 µg
Ciprofloxacine CIP 5 µg
Minocycline MH 30 µg
Bacitracine BC 10 µg
2.7.2 Test de diffusion en disque
Ce test est utilisé dans les laboratoires de microbiologie depuis plus de 70 ans ; Alexander
Fleming a utilisé une variante de cette technique en travaillant avec la pénicilline dans les
années 1950 [64]. Une fois que des colonies isolées d’A. actinomycetemcomitans sont
disponibles et l’identification biochimique et morphologique est faites, on a procédé par les
étapes suivantes pour effectuer le test de sensibilité.
A B C

22
a) Sélection des colonies
b) Préparation et Standardisation de la suspension d'inoculum
c) Inoculation de la boite
d) Ajout des disques antibiotiques
e) Incubation de la boite
- Sélection des colonies
L'une des étapes les plus importantes du processus de test est la préparation de
l'inoculum à l’aide d’une ose stérile. Des colonies de A. actinomycetemcomitans sont
sélectionnée à partir d’une culture fraiche de 24h (Figure 11), puis suspendu dans une solution
saline, ce dernier a été normalisé à l’aide de l’appareil Sensititre® Nephelometer et l’étalon 0.5
McFarland (Figure 12).
Figure 12 : Sélection des colonies d’A. actinomycetemcomitans à partir d’une culture fraiche de 24h.
- Préparation et Standardisation de la suspension d'inoculum
Il existe deux méthodes de préparation d’inoculum : la suspension directe de colonies
et la croissance en phase exponentiel. Dans cette étude on a utilisé la méthode de suspension
directe de colonies vu sa précision. Pour cette méthode les colonies ne doivent pas avoir plus
de 18-24 heures. On a normalisé la turbidité de la suspension pour qu’elle corresponde à celle
d'un étalon de 0,5 McFarland (ce qui correspond à environ 1,5.108 UFC / ml) (Figure 13). Les
suspensions ajustées doivent être utilisées comme inoculum dans les 15 minutes [64].

23
Figure 13 : Standardisation de la suspension d'inoculum à l’aide de l’appareil Sensititre®
Nephelometer (A) : calibration de l’appareille avec l’étalon 0.5 McFarland. (B) : standardisation de la
suspension d’inoculum.
- Inoculation de la boite
On prend le récipient contenant des disques d’antibiotiques du réfrigérateur. On laisse
les disques s'équilibrer à la température ambiante pendant une à deux heures pour minimiser
la condensation et réduire la possibilité d'humidité affectant la concentration des agents
antimicrobiens. On ouvre le récipient contenant des disques d’antibiotiques. On mixe la
suspension d’inoculum pour s'assurer qu'il est bien mélangé. Ensuite, on trempe un écouvillon
stérile dans la suspension, On retire l'excès du liquide de l'écouvillon en le pressant contre le
côté du tube.
En commençant l’inoculation la surface avec l'écouvillon par le haut de la boite. On
couvre toute la boite en faisant des allers et retours d'un bord à l'autre. On tourne la plaque
d'environ 60° et en répétant la procédure d'écouvillonnage. On tourne à nouveau la plaque 60°
et on passe une troisième fois l'ensemble de la plaque (Figure 14). Cela garantira que
l'inoculum soit réparti uniformément. On incube la boite à l’étuve pendant 15 minutes.
Le test a été réalisé en triplicata ; trois boites chaque boite contient tous les agents
antimicrobiens, et la quatrième boite sans agent antimicrobien correspond à la boite témoin.
Vu que A. actinomycetemcomitans est une bactérie anaérobie facultatif, deux triplicatas ont
été faites, une en anaérobiose et l’autre en aérobiose ; Le test a été répété deux fois.
A B

24
Figure 14 : Inoculation de la boite
- Ajout des disques antibiotiques
On dépose les disques d’antibiotiques après les 15 minutes suivant l'inoculation de la
boite en utilisant une pince fine flambée et en respectant la distance entre les disques. On
tapote sur chaque disque à l’aide de la même pince pour qu’on assure qu’il est bien ancré sur
la gélose.
Dans cette étape on a utilisé des disques antibiotiques neufs ; bien stockés au
réfrigérateur, on ne déplace pas un disque une fois qu'il a touché la surface de la gélose.
- Incubation des boites
L’incubation des boites, aérobies et anaérobies sont incubés à l’envers à l’étuve à 37°C
(la boite d’anaérobie dans le jar en présence de Gaspack) pendant 24-48 h.
Figure 15: Incubation des boites en aérobiose et anaérobiose dans l’étuve à 37°C

25
2.7.3 Détermination de la Concentration Minimale Inhibitrice
(CMI) et la Concentration Minimale Bactéricide (CMB)
2.7.3.1 Détermination de la Concentration Minimale
Inhibitrice
La concentration minimale inhibitrice (CMI) est la concentration la plus faible d'un agent
antimicrobien qui empêche la croissance visible d'un micro-organisme dans un test de
sensibilité à la dilution sur gélose ou bouillon [65].
2.7.3.1.1 Préparation des solutions mère des agents
antimicrobiens
On obtient des solutions d’antibiotiques à partir des poudres des médicaments comme
l’Amoxicilline et Amoxicilline / Acide clavulanique ou gélule comme la Minocycline. Les
poudres acceptables portent une étiquette indiquant le nom générique du médicament, son
numéro de lot, son activité (habituellement exprimée en microgrammes [μg] ou en unités
internationales [UI] par mg de poudre) et sa date d'expiration. Les poudres doivent être
stockées selon les recommandations du fabricant ou à une température inférieure ou égale à
20 ° C dans un réfrigérateur [65].
- Amoxicilline :
Selon les recommandations du fabriquant on ajoute de l’eau distillée stérile jusqu’au
trait de jauge en agitant. Il est écrit sur l’emballage du médicament que le flacon contient 7.75
g de poudre correspond à 5 g d’amoxicilline pour 100 ml (jusqu’au trait de jauge) de
suspension dosée à 250 mg / 5 ml soit 50 mg /ml.
Pour avoir une concentration de 25µg /ml (concentration écrit sur le disque
d’amoxicilline) on prélève un volume de 1 µl du flacon de concentration 50 103 µg/ml en
diluant avec un volume de 2 ml.
- Amoxicilline + acide clavulanique :
Selon les recommandations du fabriquant on ajoute de l’eau distillée stérile jusqu’au
trait de jauge en agitant. Sur l’emballage il est écrit 60 ml (jusqu’au trait du jauge). La
suspension est dosée à 100mg – 12 mg / ml d’amoxicilline et acide clavulanique
respectivement.

26
Pour avoir une concentration de 25µg /ml (concentration écrit sur le disque
d’amoxicilline) on prélève un volume de 1 µl du flacon de concentration 100 103 µg/ml en
diluant avec un volume de 4 ml.
- Ciprofloxacine
La concentration de la solution est 200 mg /100 ml soit 2 mg/ ml on dilue 2.5 µl de
concentration 2 103 µg/ml dans 2.5 ml d’eau distillée stérile pour obtenir une solution de
concentration de 10 µg /ml
- Doxycycline :
La concentration du comprimé est 100 mg. 50 ml d’eau distillé est ajouté au
comprimé, 75 µl de la solution préparée est diluée dans 5 ml d’eau distillée stérile pour avoir
une concentration de 30 µg / ml.
- Minocycline
La gélule contient 100 mg de minocycline. Elle est dessous dans 50 ml d’eau distillée
stérile, 75 µl de la solution préparée est diluée dans 5 ml d’eau distillée stérile pour avoir une
concentration de 30 µg / ml.
2.7.3.1.2 Procédures de dilution du bouillon (Microdilution)
Le bouillon Mueller-Hinton est recommandé comme milieu de choix pour les tests de
sensibilité d'organismes aérobies ou facultatifs couramment isolés et à croissance rapide.
Cette méthode est appelée "microdilution", car elle implique l'utilisation de petits volumes
de bouillon distribués des puits stériles de fond ronds. Chaque puits contient 0,2 ml de
bouillon MBH [65].
190 µl de billion MBH a été distribué dans les puits : A1, B1, C1, F1, G1, H1. 100 µl a été
distribué dans les puits de 1 à 11 sauf les lignes D et E. 10 µl d’agent antimicrobien est ajouté
dans les puits : A1, B1, C1, F1, G1, H1. Une dilution en cascade de ½ a été effectuée en
prenant 100 µl du puits A1 jusqu’au puits A9, même chose pour B, C, F, G et H.
Le test a été réalisé en triplicatas (A, B, C ou F, G, H). Chaque ligne comprend un puit de
contrôle de croissance (puits 10) et un puit de stérilité, non inoculé (puits 11)[65], le puit 12
contient la solution saline 0.85 % NaCl.

27
Une suspension d'inoculum a été normalisée à 0.5 McFarlane en utilisant la suspension de
colonies (cf. Préparation et Standardisation de la suspension d'inoculum). 100 µl de la
suspension d'inoculum à été diluée avec 20 ml du milieu MBH. 100 µl de la suspension
bactérienne a été distribuée dans les puits : 1 à 10.
- Incubation
Les plaques sont incubées en anaérobiose, dans une jar en présence de Gaspack, dans
l’étuve à une température de 37 °C pendant 24 h.
Figure 16: Incubation des plaques de microdilution à l'étuve
Figure 17: Triphényl Tétrazolium Chlorid
La CMI est la plus faible concentration d'agent antimicrobien qui inhibe la croissance
de l'organisme dans les puits de microdilution détectés à l'œil nu.
On compare la quantité de croissance dans les puits ou les tubes contenant
l'antibiotique avec la quantité de croissance dans les puits de contrôle de la croissance (aucun
agent antimicrobien) pour plus de précision on utilise un indicateur de croissance : TTC
(Triphényl Tétrazolium Chloride) (Figure 17). Pour qu'un test soit considéré comme valide,

28
une croissance acceptable (bouton ≥2 mm ou turbidité définie) doit se produire dans le puits
témoin de croissance. Lorsqu'un seul puit a sauté lors d'un test de microdilution, on doit lire la
CMI la plus élevé. [65].
2.7.3.2 Détermination de la Concentration Minimale
bactéricide
C’est la concentration de l’antibiotique la plus faible permettant de détruire 99.99%
des bactéries présentes au départ (soit une bactérie survivante sur 10000). Si CMB < 5 CMI
l’antibiotique est très efficace. Au contraire si CMB > 10 CMI, on le considère peu efficace
A l’aide d’une ose stérile le dernier puit contenant une croissance bactérienne, et les
deux derniers puits clairs sont inoculés dans une boite à gélose au sang, pour chaque ligne de
triplicatas et incubés à 37 °C pendant 24 h.
Figure 18: Incubation des boites pour les tests de CMB

29
3 RÉSULTATS
3.1 Identification des isolats
Après incubation, différents aspects de colonies existent. Seules les colonies d’A.
actinomycetemcomitans purifiées, identifiés et stockés par la suite. L’identification est basée
sur la morphologie des colonies sous microscope, sur leurs caractéristiques biochimiques.
Figure 19 : Une colonie d’A. actinomycetemcomitans vue au microscope photonique
3.2 Les tests biochimiques
3.2.1 Test de la catalase
Après l’ajout des colonies au peroxyde d’oxygène (H2O2) on a observé l’Apparition des
bulles de gaz, il conclue que le test de la catalase est positif.
Figure 20 : Test de la catalase
La catalase exerce une fonction double : la décomposition de H2O2 pour donner H2O
et O2 (activité catalytique), équation (1), et l'oxydation des donneurs d’hydrogène, par
exemple le méthanol, l'éthanol, l'acide formique, les phénols (activité peroxydique), équation
(2) [66].

30
3.2.2 Test de l’oxydase
On dispose quelques colonies sur le disque de l’oxydase ; ces derniers n’entrainent
aucun changement de couleur.
Après la dépos de quelques colonies d’A. actinomycetemcomitans dans le peroxyde
d’oxygène (H2O2) des bulles de gaz ont été apparu, cela est dû à une réaction biochimique qui
se traduit par la dégradation du peroxyde d'hydrogène en oxygène et en eau est médiée par
l'enzyme catalase. Les bulles de gaz sont des bulles d'oxygène, le produit gazeux de l'enzyme.
La dégradation du peroxyde d'hydrogène suggère que la réaction est positive.
Figure 21 : Test de l'oxydase
3.2.3 Coloration de Gram
Figure 22: Coloration de Gram d'A. actinomycetemcomitans
LRBOB

31
3.3 Sensibilité antibiotique
3.3.1 Mesure de la zone d’inhibition
Après le temps d’incubation des zones d’inhibition sont formés. On prend la plaque à
quelques centimètres au-dessus d'une surface noire non réfléchissante. On mesure les
diamètres des zones d’inhibition en millimètre à l’aide d’une règle et on note les résultats.
Figure 23: Mesure des zones d'inhibition des boites
Figure 24 : Résultats de l'antibiogramme après l'incubation
Figure 25: Boite contenant les agents antimicrobiens après 24h d'incubation

32
Tableau 2: Diamètres d’inhibition (mm) obtenus par la méthode de diffusion en disque. M : moyenne ;
ET : écarte type
Agents
antimicrobiens
Concentration de
L’agent
antimicrobien
Code de L’agent
antimicrobien
Diamètres des zones
d’inhibition (mm) (M±ET)
Amoxicilline +Ac
Clavulanique
25 µg AMC 31,33 ± 1,36
Amoxicilline 25 µg AML 28,50 ± 1,22
Doxycycline 30 µg DO 25,16 ± 2,23
Métronidazole 5 µg MZL Résistant
Spiramycine 100 µg SP 28.00 ± 1,79
Ciprofloxacine 5 µg CIP 32,8333 ± 1,83
Minocycline 30 µg MH 36,66 ± 2,58
Bacitracine 10µg BC Résistant
Tableau 3: les diamètres des zones d'inhibitions ainsi les CMI standards des agents antimicrobiens
selon le document M100 S23 du CLSI [67]
Agents
antimicrobien
Concentration
de L’agent
antimicrobien
Diamètre de zone
d’inhibition (en mm)
CMI en µg / ml
S I R S I R
AMC 25 µg ≥ 13 14–17 ≤18 ≥4/2 8/4 ≤ 16/8
AML 25 µg ≥ 14 15–16 ≤ 17 - - -
DO 30 µg ≥ 14 11–13 ≤ 10 ≥ 4 8 ≤ 16
MZL 5 µg ≥ 8 16 ≤32 - - -
SP 100 µg ≥ 24 - ≤ 19 - - -
CP 5 µg ≥ 21 16–20 ≤ 15 ≤ 1 2 ≥ 4
MH 30 µg ≥ 16 13–15 ≤ 12 ≥ 4 8 ≤ 16
BC 10 µg - - - - - -

33
3.3.2 La concentration minimale inhibitrice et la concentration
minimale bactéricides des agents antimicrobiens
Figure 26: Changement de couleur au niveau des puits de la microplaque en présence d’activité
bactérienne sous l’effet de la solution TTC
Figure 27: Le test de la concentration minimal bactéricide de la minocycline sur une boite de gélose au
sang, la CMB correspond à l’inoculation du puits H3
Tableau 4: Les concentrations minimales inhibitrice et bactéricide de l’amoxicilline plus acide
clavulanique, amoxicilline, ciprofloxacine, doxycycline et minocycline.
Agents antimicrobiens Concentration minimale
inhibitrice (µg / ml)
Concentration minimale
bactéricide (µg / ml)
Amoxicilline + Acide
Clavulanique
0.15 0.28
Amoxicilline 0.15 0.28
Ciprofloxacine 0.24 0.48
Doxycycline 0.36 0.72
Minocycline 0.18 0.36

34
4 DISCUSSION
L’objectif de notre travail était d’étudier la sensibilité d’A. actinomycetemcomitans à sept
molécules antibiotiques les plus utilisés dans le traitement Parodontal.
A. actinomycetemcomitans a été isolé sur milieu sélectif, Dentaid-1 avec vancomycine,
les colonies ont été de petite taille : 0.5 à 1 mm de diamètre, aux contours irrégulières,
translucides, leur surface bombée et lisse présente une forme étoilée. Ces colonies sont de
consistance ferme et adhérente à la gélose. Ces caractéristiques morphologiques et culturelles
de A. actinomycetemcomitans ont été décrites par Klinger (1912) [13] puis Slots et Jorgen
(1982) [24].
Après 24h d’incubation des antibiogrammes en triplicata, aérobiose et anaérobiose, six
disques d’antibiotiques sur sept ont donné une zone d’inhibition importante dans toutes les
boites. La bacitracine (constituant du milieu TSBV) a été utilisé comme antibiotique témoin,
pas de zone d’inhibition dans toutes boites de cet antibiotique. Une boite par test sans disque
d’antibiotiques a été utilisée comme témoin de la croissance, toutes les boites témoin ont
donnés un tapis bactérien sans zones d’inhibitions.
Le diamètre le plus bas a été enregistré par doxycycline avec une moyenne de 25,16
mm ± 2,23, puis la spiramycine 28.00 mm ± 1,79, l’amoxicilline 28.00 mm ± 1,79,
amoxicilline + acide clavulanique 31,33 mm ± 1,36, la ciprofloxacine 32,8333 mm ± 1,83. Le
diamètre maximal a été enregistré par la minocycline avec une moyenne de 36,66 mm ± 2,58.
Selon le document du CLSI (Clinical and Laboratory Standards) M100-S23 (tableau 3 ) [67]
l’A. actinomycetemcomitans est sensible à tous ces agents antimicrobiens avec un dégrée de
sensibilité plus ou moins différent. Le métronidazole est le seul agent antimicrobien que l’A.
actinomycetemcomitans à résisté 100 % (absence d’une zone d’inhibition).
Après le test de diffusion en disques, la concentration minimale inhibitrice et la
concentration minimale bactéricides de cinq agents antimicrobiens sensibles sur six ont été
testées par la méthode de microdilution en plaque de 96 puits pour la CMI et culture en milieu
solide, gélose au sang pour la CMB.
La concentration minimale inhibitrice la plus haute a été enregistré par la doxycycline
avec une valeur de 0.36 µg / ml, puis l’amoxicilline et L’amoxicilline + acide clavulanique :
0.28 µg /ml, ciprofloxacine : 0.24 µg /ml. La concentration minimale inhibitrice la plus bas a
été enregistré par la minocycline avec une valeur de 0.18 µg / ml.

35
Après ensemencement des puits de la CMI et CMB les résultats obtenus sont : 0.72,
0.6, 0.6, 0.48, 0.36 µg / ml pour la doxycycline, l’amoxicilline, l’amoxicilline + acide
clavulanique, la ciprofloxacine et la minocycline respectivement. A. actinomycetemcomitans a
été très sensible à tous ces agents antimicrobiens.
Müller et al., (2002) [15] ont étudié la sensibilité antibiotique sur un total de 60 isolats
d’A. actinomycetemcomitans récupérés chez 43 individus atteints de parodontite. Sept
antibiotiques ont été testés. A. actinomycetemcomitans était très sensible aux deux
fluoroquinolones (CMB 0,006 mg / ml de ciprofloxacine et 0,032 mg / ml de moxifloxacine),
une bonne susceptibilité pour l'ampicilline / sulbactam et la doxycycline (CMB de 0,75 mg /
mL et 1 mg / mL, respectivement). La plupart des souches étaient sensibles au métronidazole
et à la roxithromycine. Ils ont conclu que les fluoro-quinolones semblaient être un candidat
prometteur pour l'antibiothérapie systémique adjuvante dans les infections parodontales avec
A. actinomycetemcomitans.
Ardila et al., (2010) [68]ont étudié la sensibilité antibiotique sur un total de 69 isolats
d’A. actinomycetemcomitans et Porphyromonas gingivalis aux cinq antibiotiques
(clindamycine, métronidazole, amoxicilline, moxifloxacine, amoxicilline / acide clavulanique)
administrables par voie orale dans la maladie parodontale, Les tests de sensibilité ont révélé
que l’A. actinomycetemcomitans est très résistante au clindamycine, métronidazole et
l’amoxicilline (CMB :> 256, > 256 et 32 respectivement).
Müller et al.,(1993) [69]ont étudié l’effet d'un traitement sur la parodontite associée à
A. actinomycetemcomitans chez des patients hébergeant l'organisme. Les patients ont été
suivis pendant des périodes successives de minocycline systémique plus débridement
mécanique. Après 6 mois de traitement l’A. actinomycetemcomitans a été éliminé des patients
avec parodontite agressive.
Akrivopoulou et al., (2017) [70] ont étudié la sensibilité antibiotique des sérotypes des
isolats d’A. actinomycetemcomitans de 50 patients au Royaume-Uni avec une parodontite
agressive. Les prévalences des sérotypes, a, c, b, e et des sérotypes mixtes étaient
respectivement de 48%, 22%, 2%, 2% et 12%. Le sérotype des isolats de sept patients (14%)
n'a pas pu être déduit par PCR. Sur les 56 isolats testés, 100% étaient résistants à la pénicilline
et au métronidazole, 87,5% à la clindamycine, 83,9% à l'amoxicilline et 76,8% à la
ceftazidime. De faibles taux de résistance à la tétracycline (résistance de 8,9%) et à

36
l’amoxicilline / acide clavulanique (résistance de 14,3%) ont été observés, alors qu'aucun
isolat n'était résistant à la ciprofloxacine.
Mínguez, M., et al., (2018) [71] ont évalué la sensibilité antibiotique d'A.
Actinomycetemcomitans et de P. gingivalis de 45 patients atteints de parodontite au Maroc, à
l'amoxicilline, à l'amoxicilline plus acide clavulanique, au métronidazole et à l'azithromycine.
Les concentrations minimales inhibitrices et bactéricides des organismes ont été calculées. La
prévalence d’A. actinomycetemcomitans et de P. gingivalis était respectivement de 79,5 et
84,4%. A. actinomycetemcomitans a montré une sensibilité à l'amoxicilline, l'amoxicilline
plus acide clavulanique, tandis que 28% des souches isolées étaient résistantes à
l'azithromycine et 61,7% au métronidazole. Aucune résistance de P. gingivalis à
l'amoxicilline, à l'amoxicilline plus acide clavulanique, au métronidazole et à l'azithromycine
n'a été observée.
La doxycycline et la minocycline ont une activité bactériostatique intracellulaire
ribosomale [46, 72]. Cela résulte de la liaison de l'antibiotique à un site unique dans la sous-
unité ribosomale 30S qui empêche la fixation de l'ARNt aminoacyle au site accepteur
ribosomal. Afin d'atteindre le ribosome, la doxycycline traverser la bicouche lipidique
hydrophobe de la membrane cytoplasmique bactérienne[46].
Les fluoroquinolones agissent en inhibant deux enzymes impliquées dans la synthèse
de l'ADN bactérien qui sont l’ADN gyrase et la topoisomérase IV, les deux étant des ADN
topoisomérases qui manquent aux cellules humaines et qui sont essentielles à la réplication de
l'ADN bactérien, permettant ainsi à ces agents d'être à la fois spécifiques et bactéricides. Les
topoisomérases d'ADN sont responsables de la séparation des brins de l'ADN bactérien, de
l'insertion d'un autre brin d'ADN à travers la cassure, puis de la fermeture du brin séparé à
l'origine[73].
D’après les résultats obtenus et les résultats trouvés par autres auteurs A.
actinomycetemcomitans est toujours résistante au métronidazole, ce dernier ne donne aucun
effet sauf dans l’association amoxicilline plus métronidazole d’après des études. Pour
l’amoxicilline, l’amoxicilline plus acide clavulanique et la doxycycline il y a une sensibilité
mais certains auteurs ont détecté certaines formes de résistance. La ciprofloxacine et la
minocycline sont les agents antimicrobiens les plus efficaces, aucune étude n’a signalé une
résistance de l’A. actinomycetemcomitans a ces agents

37
CONCLUSION :
Les résultats de cette étude suggère que A. actinomycetemcomitans est sensible à
l’amoxicilline, amoxicilline + acide clavulanique, la doxycycline, la spiramycine, la
minocycline et la ciprofloxacine, mais présente une résistance au métronidazole.

38
RÉFÉRENCES
1. Jan Lindhe, Karring Thorkild, Niklaus P. Lang,Clinical Periodontology and Implant Dentistry.
4 th ed. 2003.
2. Pihlstrom Bruce L., Michalowicz Bryan S., Johnson Newell W., Periodontal diseases. The
Lancet, 2005. 366(9499): p. 1809-1820.
3. Lamont Richard J., Hajishengallis George N., Jenkinson, Howard F., Oral microbiology and
immunology. 2014: ASM press.
4. Houle MA., Grenier D., Maladies parodontales: connaissances actuelles. Médecine et maladies
infectieuses, 2003. 33(7): p. 331-340.
5. Chahbone H, Aggregatibacter actinomycetemcomitans et Porphyromonas gingivalis dans les
parodontites agressives au Maroc, étude préliminaire. 2015.
6. Haubek Dorte, Ennibi Oum-Keltoum, Poulsen Knud, Væth Michael, Poulsen Sven, Kilian
Mogens, Risk of aggressive periodontitis in adolescent carriers of the JP2 clone of
Aggregatibacter (Actinobacillus) actinomycetemcomitans in Morocco: a prospective
longitudinal cohort study. The Lancet, 2008. 371(9608): p. 237-242.
7. Goldberg Michel, Ardouin Jean-Luc,Barrandon Yann, Bernimoulin Jean-Pierre, Bonnaure-
Mallet Martine, Bouvet, Jean-Pierre, Brion Monique, Daculsi Guy, Dard Michael,
Kaiserlian Dominique, Maladies parodontales: thérapeutiques et prévention. 1999, Institut
national de la santé et de la recherche médicale (INSERM).
8. Agence Française de Sécurité Sanitaire des Produits de Santé,Prescription des antibiotiques en
odontologie et stomatologie. Recommandations et argumentaire, 2001: p. 1-55.
9. Morillo Juan M, Lau Laura, Sanz Mariano, Herrera David, Silva Augusto, Quantitative
real‐ time PCR based on single copy gene sequence for detection of Actinobacillus
actinomycetemcomitans and Porphyromonas gingivalis. Journal of periodontal research, 2003.
38(5): p. 518-524.
10. Slots Jørgen, Ting Miriam, Actinobacillus actinomycetemcomitans and Porphyromonas
gingivalis in human periodontal disease: occurrence and treatment. Periodontology 2000,
1999. 20(1): p. 82-121.
11. Nishihara Tatsuji, Koseki Takeyoshi,Microbial etiology of periodontitis. Periodontology 2000,
2004. 36(1): p. 14-26.
12. Saranyan R., Manovijay B., Balaji Babu G., Rajasekar, Nithya I., Anitha A., Biochemical
Identification of Aggregatibacter actinomycetemcomitans in an Indian Sample with
Aggressive Periodontitis. Journal of Advances in Microbiology, 2017. 7(1): p. 1-8.
13. Olsen Ingar, Shah Haroun N, Gharbia Saheer E,Taxonomy and biochemical characteristics of
Actinobacillus actinomycetemcomitansand Porphyromonas gingivalis. Periodontology 2000,
1999. 20(1): p. 14-52.
14. Kilian M., Schiott CR.,Haemophili and related bacteria in the human oral cavity. Archives of
Oral Biology, 1975. 20(12): p. 791-796.
15. Müller HP., Holderrieth S., Burkhardt U., Höffler U., In vitro antimicrobial susceptibility of
oral strains of Actinobacillus actinomycetemcomitans to seven antibiotics. Journal of clinical
periodontology, 2002. 29(8): p. 736-742.

39
16. Lakhdar, L., Évaluation de l’activité antibactérienne d'huiles essentielles marocaines sur
Aggregatibacter actinomycetemcomitans étude in vitro. Université Mohammed V Rabat 2015
p. 1 -183..
17. Haubek Dorte, Ennibi O-K., Poulsen Knud, Poulsen Sven, Benzarti N., Kilian Mogens, Early-
onset periodontitis in Morocco is associated with the highly leukotoxic clone of Actinobacillus
actinomycetemcomitans. Journal of dental research, 2001. 80(6): p. 1580-1583.
18. Oum Keltoum Ennibi, Latifa Benrachadi, Amal Bouziane, Dorte Haubek & Knud Poulsen,
The highly leukotoxic JP2 clone of Aggregatibacter actinomycetemcomitans in localized and
generalized forms of aggressive periodontitis. Acta Odontologica Scandinavica, 2012. 70(4):
p. 318-322.
19...Chahbouni H., Maltouf A Filali, Ennibi O-K., Aggregatibacter actinomycetemcomitans and
Porphyromonas gingivalis in aggressive periodontitis in Morocco--preliminary study.
Odonto-stomatologie tropicale= Tropical dental journal, 2013. 36(143): p. 5-10.
20. Klinger R., Untersuchungen uber menschliche Aktinomycose. Zentralbl. Bakteriol.(Orig), 1912.
62: p. 191-200.
21. Topley, W. W. C., Wilson, G. S., The Principles of Bacteriology and Immunity, 1929. 1.
22. Potts TV., Zambon JJ., Genco RJ.,Reassignment of Actinobacillus actinomycetemcomitans to
the genus Haemophilus as Haemophilus actinomycetemcomitans comb. nov. International
Journal of Systematic and Evolutionary Microbiology, 1985. 35(3): p. 337-341.
23. Nørskov-Lauritsen Niels, Kilian Mogens, Reclassification of Actinobacillus
actinomycetemcomitans, Haemophilus aphrophilus, Haemophilus paraphrophilus and
Haemophilus segnis as Aggregatibacter actinomycetemcomitans gen. nov., comb. nov.,
Aggregatibacter aphrophilus comb. nov. and Aggregatibacter segnis comb. nov., and
emended description of Aggregatibacter aphrophilus to include V factor-dependent and V
factor-independent isolates. International journal of systematic and evolutionary
microbiology, 2006. 56(9): p. 2135-2146.
24. Slots J., Selective medium for isolation of Actinobacillus actinomycetemcomitans. Journal of
Clinical Microbiology, 1982. 15(4): p. 606-609.
25. Slots J.,Salient biochemical characters of Actinobacillus actinomycetemcomitans. Archives of
Microbiology, 1982. 131(1): p. 60-67.
26. Anitha A., Biochemical Identification of Aggregatibacter actinomycetemcomitans in an Indian
Sample with Aggressive Periodontitis.
27. Zambon Joseph J, Christersson Lars A, Slots Jørgen,Actinobacillus actinomycetemcomitans in
human periodontal disease: prevalence in patient groups and distribution of biotypes and
serotypes within families. Journal of periodontology, 1983. 54(12): p. 707-711.
28. Troil Lindén Birgitta, Torkko Heini, Alaluusua Satu, Wolf, Juhani, Jousimies‐ Somer
Hannele, Asikainen Sirkka, Periodontal findings in spouses. Journal of clinical
29. Asikainen S., Chen C., Slots J.,Actinobacillusactinomycetemcomitans genotypes in relation to
serotypes and periodontal status. Molecular Oral Microbiology, 1995. 10(2): p. 65-68.

40
30. Asikainen S., Lai C‐ H., Alaluusua S., Slots J., Distribution of Actinobacillus
actinomycetemcomitans serotypes in periodontal health and disease. Molecular Oral
Microbiology, 1991. 6(2): p. 115-118.
31. Zambon, JJ., Slots J., Genco RJ., Serology of oral Actinobacillus actinomycetemcomitans and
serotype distribution in human periodontal disease. Infection and immunity, 1983. 41(1): p.
19-27.
32. Reynolds HS., Van Winkelhoff AJ., Schifferle RE. Chen PB., Zambon JJ., Relationship of
encapsulation of Bacteroides gingivalis to invasiveness. J Dent Res, 1989. 68: p. 328.
33. Tsai CC, Shenker BJ.,DiRienzo JM., Malamud D., Taichman NS., Extraction and isolation of
a leukotoxin from Actinobacillus actinomycetemcomitans with polymyxin B. Infection and
immunity, 1984. 43(2): p. 700-705.
34. Haubek Dorte., Poulsen Knud, Westergaard Jytte., Dahlen Gunnar Kilian Mogens, Highly
toxic clone of Actinobacillusactinomycetemcomitans in geographically widespread cases of
juvenile periodontitis in adolescents of African origin. Journal of Clinical Microbiology, 1996.
34(6): p. 1576-1578.
35. Alaluusua Satu, Asikainen Sirkka, Lai Chern-Hsiung, Intrafamilial transmission of
Actinobacillus actinomycetemcomitans. Journal of periodontology, 1991. 62(3): p. 207-210.
36. Asikainen Sirkka, Chen Casey, Oral ecology and person‐ to‐ person transmission of
Actinobacillus actinomycetemcomitansand Porphyromonas gingivalis. Periodontology 2000,
1999. 20(1): p. 65-81.
37. Dufour T., Svoboda J-M.,Pathogénie bactérienne des parodontolyses. EMC-Odontologie, 2005.
1(1): p. 46-57.
38. Bercy Pierre, Tenenbaum Henri,Parodontologie:du diagnostic à la pratique. 1996: De Boeck
Supérieur.
39. Fives‐ Taylor Paula M., Meyer Diane Hutchins, Mintz Keith P., Brissette Catherine ,
Virulence factors of Actinobacillus actinomycetemcomitans. Periodontology 2000, 1999.
20(1): p. 136-167.
40. Boutigny H., Delcourt-Debruyne E.,Étiologie des parodontites. Facteursgénéraux et locaux de
susceptibilité aux parodontites. Encycl. Med. Chir, Odontologie, 1999; 23-435-A, 1996. 10.
41. Lindhe J., Manuel de Parodontologie clinique. 1986: CdP.
42. Taille S., Antibiothérapies Des Maladies Parodontales, in Académie de Nancy-Metz. 2009,
Université Henri Poincaré-Nancy 1.
43. Walker C.B., Selected antimicrobial agents: mechanisms of action, side effects and drug
interactions. Periodontology 2000, 1996. 10(1): p. 12-28.
44. Cavallo J-D., Fabre R, Jehl F., Rapp C., Garrabé E., Bêtalactamines. EMC-Maladies
infectieuses, 2004. 1(3): p. 129-202.
45. Walker CB., Tyler KZ., LowSB., King,CJ.,Penicillin‐ degrading enzymes in sites associated
with adult periodontitis. Oral microbiology and immunology, 1987. 2(3): p. 129-131.
46. Rasmussen Beth, Noller HF., Daubresse G., Oliva B., Misulovin Z., Rothstein DM., Ellestad
GA., Gluzman Y., Tally FP., Chopra I., Molecular basis of tetracycline action:

41
identification of analogs whose primary target is not the bacterial ribosome. Antimicrobial
agents and chemotherapy, 1991. 35(11): p. 2306-2311.
47. Prakasam Abinaya, Elavarasu S. Sugumari, Natarajan Ravi Kumar, Antibiotics in the
management of aggressive periodontitis. Journal of pharmacy & bioallied sciences, 2012.
4(Suppl 2): p. S252.
48. Brisson-Noël Anne,Trieu-Cuot Patrick, Courvalin Patrice, Mechanismof action of spiramycin
and other macrolides. Journal of Antimicrobial Chemotherapy, 1988. 22(Supplement_B): p.
13-23.
49. Retsema JAMES, Girard ARTHUR, Schelkly WILLIAM, Manousos MARY Anderson
MARGARET, Bright GENE, Borovoy ROBERTA, Brennan LORI, Mason RACHEL,
Spectrum and mode of action of azithromycin (CP-62,993), a new 15-membered-ring
macrolide with improved potency against gram-negative organisms. Antimicrobial Agents
and Chemotherapy, 1987. 31(12): p. 1939-1947.
50. Pajukanta R., Asikainen S., Saarela M., Alaluusua, S., Jousimies-Somer H., In vitro activity of
azithromycin compared with that of erythromycin against Actinobacillus
actinomycetemcomitans. Antimicrobial agents and chemotherapy, 1992. 36(6): p. 1241-1243.
51. Pajukanta R., In vitro antimicrobial susceptibility of Porphyromonas gingivalis to
azithromycin, a novel macrolide. Oral microbiology and immunology, 1993. 8(5): p. 325-326.
52. Walker CLAY B., Gordon JM., Cornwall HA., Murphy JC., Socransky SS., Gingival
crevicularfluid levels of clindamycin compared with its minimal inhibitory concentrations for
periodontal bacteria. Antimicrobial agents and chemotherapy, 1981. 19(5): p. 867-871.
53. Walker Clay B., Pappas Janet D., Tyler Kathy Z., Cohen Samuel, Gordon Jeffrey M.,
Antibiotic susceptibilities of periodontal bacteria: In vitro susceptibilities to eight
antimicrobial agents. Journal of periodontology, 1985. 56(11s): p. 67-74.
54. Walker Clay B., Karpinia Katherine, Baehni Pierre,Chemotherapeutics: antibiotics and other
antimicrobials. Periodontology 2000, 2004. 36(1): p. 146-165.
55. Shinn D., Metronidazole in acute ulcerative gingivitis. The Lancet, 1962. 279(7240): p. 1191.
56. Jenkins WMM., MacFarlane TW., Gilmour WH., Ramsay I., MacKenzie D., Systemic
metronidazole in the treatment of periodontitis. Journal of clinical periodontology, 1989.
16(7): p. 443-450.
57. Loesche Walter J., Schmidt Edgar., Smith Billy A., Morrison Edith C., Caffesse Raul, Hujoel
Philippe P., Effects of metronidazole on periodontal treatment needs. Journal of
Periodontology, 1991. 62(4): p. 247-257.
58. Loesche WJ., Syed SA., Morrison EC., Laughon B.,Grossman NS., Treatment of periodontal
infections due to anaerobic bacteria with short‐ termtreatment with metronidazole. Journalof
Clinical Periodontology, 1981. 8(1): p. 29-44.
59. Van Winkelhoff, AJ., Rodenburg JP., Goene RJ., Abbas F., Winkel EG., De Graaff J.,
Metronidazole plus amoxycillin in the treatment of Actinobacillus associated periodontitis.
Journal of clinical periodontology, 1989. 16(2): p. 128-131.
60. Van WinkelhoffArie J., Tijhof Carolien J., De Graaff J., Microbiological and clinical results
of metronidazole plus amoxicillin therapy in Actinobacillus actinomycetemcomitans-
associated periodontitis. Journal of periodontology, 1992. 63(1): p. 52-57.

42
61. Zeiler H-J., Grohe K., The in vitro and in vivo activity of ciprofloxacin, in Ciprofloxacin. 1986,
Springer. p. 14-18.
62. Sriraman Priyanka, Mohanraj Rohini, Neelakantan Prasanna, Aggregatibacter
actinomyctemcomitansin periodontal disease. Research Journal of Pharmaceutical, Biological
and Chemical Sciences, 2014.
63. Kayser FH., Bienz K., Eckert J., Zinkernagel R., Color Atlas of Medical Microbiology. New
York: Thieme, 2005. 3(4): p. 231-3.
64. Stephen J. Cavalieri, Ronald J. Harbeck, Yvette S. McCarter, José H. Ortez, Ivonne D.
Rankin, Robert L. Sautter, Susan E. Sharp, Carol A. Spiegel. Manual of antimicrobial
susceptibility testing. American Society forMicrobiology. in Library of CongressCataloging-
in-Publication Data. 2005.
65. Clinical and Laboratory Standard Institute, Performance Standards for Antimicrobial
Susceptibility Testing;Sixteenth Informational Supplement. 2006.
66. Aebi H., Catalase in vitro, in Methods in enzymology. 1984, Elsevier. p. 121-126.
67. Clinical and Laboratory Standard Institute, Performance Standards for Antimicrobial
Susceptibility Testing; Twenty-Third Informational Supplement, in M100-S23. 2013.
68. Ardila Carlos M., López Mayra A., Guzmán Isabel C., High resistance against clindamycin,
metronidazole and amoxicillin in Porphyromonas gingivalis and Aggregatibacter
actinomycetemcomitans isolatesof periodontal disease. Med Oral Patol Oral Cir Bucal, 2010.
15(6): p. e947-e951.
69. Müller HansPeter, Lange Dieter E., Mïller Rüiger F., A 2‐ year study of adjunctive minocycline
HCl in Actinobacillus actinomycetemcomitans‐ associated periodontitis. Journal of
70. Akrivopoulou Chaido, Green Ingrid M., Donos Nikolaos, Nair Sean P., Ready Derren,
Aggregatibacter actinomycetemcomitans serotype prevalence and antibiotic resistance in a
UK population with periodontitis. Journal of global antimicrobial resistance, 2017. 10: p. 54-
58.
71. Mínguez, M., Ennibi OK., Perdiguero P., Lakhdar L., Abdellaoui L., Sánchez MC., Sanz M.,
Herrera David, Antimicrobial susceptibilities of Aggregatibacter actinomycetemcomitans
and Porphyromonas gingivalis strains from periodontitis patients in Morocco. Clinical oral
investigations, 2018: p. 1-10.
72. Trop M., La Doxycycline. Médecine Tropicale, 2009. 69(6): p. 556-558.
73. Blondeau J.M., Fluoroquinolones: mechanism of action, classification, and development of
resistance. Survey of ophthalmology, 2004. 49(2): p. S73-S78.

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