plan Introduction. Les différentes techniques de conservation: -Conservation provisoire par froid. -Méthode a l’eau formolée. -Fixation au MIF. -Mélange fixateur a l’alcool polyvinylique APV. - Conservation des vers. Examen mycologique. -Méthode direct: - prélèvement - examen direct « Candida et Aspergillus » - culture - identification Conclusion. La technique de conservation en parasitologie s'intéresse à la protection et à la préservation des espèces menacées, y compris les parasites. Une grande partie des espèces de parasites sont menacées d'extinction, en partie en raison des efforts visant à éliminer les parasites qui infectent les humains ou les animaux domestiques, ou nuisent à l'économie humaine, et aussi en raison de détérioration ou fragmentation Extinction des communautés hôtes et des espèces hôtes.

1. UNIVERSITÉ DES SCIENCES ET DE LA TECHNOLOGIE
HOUARI BOUMEDIENE
FACULTÉ DES SCIENCES BIOLOGIQUE
DÉPARTEMENT BIOLOGIE CELLULAIRE ET MOLÉCULAIRE
MASTER 1 MICROBIOLOGIE ET CONTRÔLE DE LA QUALITÉ
Présenté par:
• BENMIMOUN AMIRA MERIEM
• BENBAHMED FERIEL
• BOUZIDI IBTISSEM
• KAB KATIA SOFIA
• TALES LILIA Encadré par: Mme
Menaa
2022/2023
Techniques de conservation
Et
Diagnostique mycologique
Groupe: A3

2. PLAN
 Introduction.
 But des techniques de conservation.
 Les différentes techniques de conservation:
-Conservation provisoire par froid.
-Méthode a l’eau formolée.
-Fixation au MIF.
-Mélange fixateur a l’alcool polyvinylique APV.
- Conservation des vers.
 Examen mycologique.
-Méthode direct:
- prélèvement
- examen direct « Candida et Aspergillus »
- culture
- identification
 Conclusion.

3. INTRODUCTION
La technique de conservation en parasitologie
s'intéresse à la protection et à la préservation des
espèces menacées, y compris les parasites.
Une grande partie des espèces de parasites sont
menacées d'extinction, en partie en raison des efforts
visant à éliminer les parasites qui infectent les
humains ou les animaux domestiques, ou nuisent à
l'économie humaine, et aussi en raison de
détérioration ou fragmentation Extinction des
communautés hôtes et des espèces hôtes.

4. LES DIFFÉRENTES TECHNIQUES DE CONSERVATION
• -Bonne conservation des
kystes de protozoaires
et/ou œufs d’helminthes.
Avantage:
• -Mort rapide des trophozoites
de protozoaire.
• -Mort les larves d’anguilules
Inconvénients:
Conservation provisoire par froid à +4°V
Exemple: TRYPANOSOMA
SP

5. LES DIFFÉRENTES TECHNIQUES DE CONSERVATION
C’est une fixation et une conservation en même
temps.
L’eau formolée est constituée de:
 -Aldéhyde formique( formol) de 5 à 20% .
 -Glycérine( facultatif) .
 -Eau distillée ou l’eau physiologique 100ml .
On prend 3 volume de cette eau formolée dans un
volume de selle.
Méthode à l’eau formolée

6. Méthode à l’eau formolée
3 vol d’eau formolée + 1vol de
selle
Tamiser sédimenter stocker
• Bonne conservation oeufs
d’helminthe et kystes de
protozoaires
Avantage
• le prélèvement reste
liquide
Inconvénient:

7.  teinture de mercurethiolate
200ml
 -glycérine 5 ml
 -formol à 40% 25 ml
 eau distillée 250 ml
On prend
11.75 ml
 -iode 0.5 g
 -iode de potassium 1g
 -eau distillée 10 ml
On prend
0.75ml
Solution1 mercurothiolate
iode –formol:
SOLUTION 2 de Lugol:
FIXATION AU MIF(MERTHIOLATE-IODE-FORMOL)

8. == +
FIXATION AU MIF(MERTHIOLATE-IODE-FORMOL)
11,75g de solution 1 0,75g de solution 2
3à 5 g de selles
Triturer/ stoker

9. • Conservation beaucoup plus
longue des formes végétatives
et les kystes de protozoaires
avantage
FIXATION AU MIF(MERTHIOLATE-IODE-FORMOL)

10.  alcool polyvinylique en
poudre 5g
 glycérol 1.5ml +
 eau distillée 62.5 ml
 un bain marie ( 70 -
75°C)/10mn
 cristaux de chlorure de
mercure HgCl2 1.5g
 éthanol à 95% 31 ml
 Acide acétique glacial
5ml
APV
Fixateur de Schaudinn
modifié:
-MÉLANGE FIXATEUR A L’ALCOOL POLYVINYLIQUE APV
2 - 3 Min

11. • -Bonne conservation.
• -Une fixation
permettant de pratiquer
des frottis pouvant être
colorés.
avantage
-MÉLANGE FIXATEUR A L’ALCOOL POLYVINYLIQUE APV

12. +
Conservation des vers
Nématodes
Trématodes
cestodes
eau
physiologique
Entre 2
lames
Plongés dans un fixateur
(alcool 70%ou mélange alcool et formol)

13. Technique But Réalisation Indication
Par le froid Conservation +4°C dans le frigo -kystes de protozoaires
-œufs d’helminthes
Eau formolée Conservation et fixation -Formol10%
-formol5%
Formol20%
-kystes de protozoaires
et œufs d’helminthes
-Formes végétatifs
-kystes de protozoaires
et œufs d’helminthes
-œufs qui segmentes
MIF Conservation coloration
et concentration
-2,35ml merthiolate
-0,15ml lugol 5%
-Triturer0,25g selles
-formes végétatifs
-kystes de protozoaires
APV Conservation et
fixation de frottis
pour coloration
-APV
-Fixateur de
Schaudinn modifié
-formes végétatifs et
kystes d’amibes

14. EXAMEN MYCOLOGIQUE : « MÉTHODE DIRECT »
PRELEVEMENT
Le prélèvement est le 1er tempe de diagnostique en
laboratoire.
Il est donc important de tenir compte du mode de propagation
des champignons pour prélevé correctement au niveau de la
lésion.
 Les différents prélèvements:
- Cutané
- Muqueuse
- Digestive
- Broncho-pulmonaire
- Viscérale

15. PRÉLÈVEMENT CUTANÉ
Squames Cheveux
Poils
Ongles
Le prélèvement
ce fait à la
périphérie de la
lésion par
grattage a l’aide
d’un Grattoir de
Vidal .
Les arrachés à
l’endroit de
l’infection
Récolter les
cheveux
fluorescents en
Lumière de Wood .
Racler à la curette
(Curette de
Brocq).
Pus
Recueillir le pus
par un écouvillon
stérile .

16. Muqueuse
• Par écouvillonnage
Digestive
• Les selles
• Recueillir dans un flacon stérile
Broncho-pulmonaire
Crachats
• Recueillir dans un flacon stérile après désinfection de la bouche
Viscérale
• LCR / Urine
• En flacon stérile
Sérum
• Recherche d’antigène soluble
• Détection et recherche d’anticorps

17. EXAMEN DIRECT DES PRÉLÈVEMENT
Cheveux et poils
• Recherche des
DERMATOPHYTES
• Eclaircissement par :
1. Chloral-lactophénol ou Potasse
30%.
2. Coloration au Bleu de Toluidine.
Squames et débris d’ongles
• Recherche des
DERMATOPHYTES ou LEVURES.
• Eclaircissement + Coloration par:
Potasse 10% + Noir de chlorazole
ou Bleu de Calcofluor.
Muqueuses
• Recherche des
LEVURES.
1. Eau physiologique stérile.
2. Méthode de GRAM.
LCR
• Coloration spécifique:
L’ancre de chine dilué au 1/5eme

18. IDENTIFICATION D’UNE LEVURE
CANDIDA ALBICANS
Résultat de l’examen direct
Présence de:
Blastospore/ Pseudomycélium
Observation
La mise en culture du
prélèvement
• 2 type de milieux de cultures
1. Milieu SABOURAUD
2. Milieu CHROMOGENIQUE
Milieu SABOURAUD + Antibiotique
Isolement des levure pour d’autres
tests
Milieu CHMOGENIQUE
Milieu sélective de CANDIDA
ALBICANS
Colonie verte
24-48
H
À
37°
24-48H
À
37°

19. AUTRE TESTE

20. Aspergillus

21. ASPERGILLUS
 Aspergillus est un champignon microscopique
filamenteux il a un mycélium septé qui a des
phialides et des conidies ya plusieurs éspéces
telles que : A.Flavus A.fumigatus A.niger.
 A.Fumigatus provoque un nombre important de
maladies graves. Parmi elles, l’aspergillose
pulmonaire chronique (APC) et l’aspergillose
broncho-pulmonaire allergique (ABPA) . L’APC
est très souvent mortelle si elle n’est pas
soignée. Elle correspond à la croissance
d’Aspergillus dans les poumons d’un patient
ABPA.
Aspergillus niger Aspergillus flavus Aspergillus fumigatus

22.  L'aspergillose pulmonaire invasive
est une infection opportuniste .
 Aspergillus fumigatus est l'espèce
la plus fréquemment incriminée.
 Le diagnostic doit être précoce,
évoqué sur un faisceau
d'arguments cliniques,
radiologiques (le scanner
thoracique) et mycologiques.
 L'examen direct du liquide de
lavage bronchiole-alvéolaire (LBA),
couplé à la culture permet
l'identification de l'Aspergillus sp.
 L'examen anatomopathologique de
biopsies scanno-guidées est
nécessaire en cas de négativité du
LBA. Le dosage de l'antigène
galactomannane est très utile au
diagnostic.

23. LE SCANNER THORACIQUE
 Faut associer le diagnostic clinique
au thoracique (radiologique):
Chez tels patients deux signes
scanographiques sont tellement
reconnus comme évocateurs
d’aspergillose pulmonaire:
1. le signe du halo.
2. le signe du croissant gazeux
(apparait au 10éme jour)

24. EXAMEN DIRECT
 Il se fait par examen microscopique d’une lame
de verre à partir du culot de centrifugation d’un
LBA, d’une apposition de biopsie ou d’un
étalement que l’on peut éventuellement colorer.
 En pratique, le diagnostic de présomption
repose sur la mise en évidence à l’examen
direct de filaments mycéliens hyalins.
 Les hyphes sont très ramifiés (aspect en
brosse).
 Exceptionnellement peut être mise en évidence
la structure morphologique caractéristique des
Aspergillus (tête) dans les produits
pathologiques.
 L’examen direct, (au mieux avec un
fluorochrome tel que le calcofluor), est toujours
nécessaire pour donner une réponse immédiate
au clinicien.
 Autre avantage, si la culture est positive
secondairement, le risque qu’il s’agisse d’une
contamination devient minime.
 Cependant, cette dernière est incontournable
car la présence de filaments dans un
prélèvement ou une biopsie ne signe pas

25. CULTURE ET IDENTIFICATION:
 La culture est une étape indispensable pour
l’identification du genre et de l’espèce.
 La majorité des Aspergillus pousse très bien sur milieu
de Sabouraud.
 La culture est obtenue en 48h et la production de têtes
aspergillaires entre 3 et 5 jours suivant les milieux
utilisés.
 L’ incubation se fait à 25°C et 37°C pendant 5 à 7 jours.
 La croissance des Aspergillus est en général rapide à
25°C.
 L’aptitude à se développer à 37°C est un caractère
important en pathologie.
 Les colonies d’Aspergillus sont colorées, caractère
primordial pour l’identification.
 Leur texture poudreuse à granuleuse dépend de
l’organisation des têtes et de la production abondante
des conidies qui donnent la couleur à la colonie.
 Les clés d’identification sont basées en premier lieu sur
la couleur macroscopique des colonies ( verte, brune ,
jaune, blanche ou noire), puis au microscope sur la
morphologie des têtes, unisériées(phialides portées
directement sur le renflement ), bisériées(phialides avec
couche de métules) ou mixtes.
 Ensuite viennent des caractères plus fins tels que la
forme ,la taille des vésicules, la disposition des
phialides.

27. CONCLUSION
Pour garder les parasites,
nous devons faire arrêter de les éliminer
lorsque les organismes réhabilités
sont relâchés dans l'environnement.
Et surtout,
il faut laisser les maladies
suivre leur cours.