Les prélèvements en parasitologie selles: conservation, concentration et coloration sang urine vaginal urethral LCR LBA moelle osseuse cutanée: exsudat et biopsie exsangue tubage duodénal biopsie rectale

2. OBJECTIFS
• Prélèvements en parasitologie?
• Pourquoi réalise-t-on un prélèvement
parasitologique?
• Comment?

3. INTRODUCTION
• Prélèvements en parasitologie sont réalisés pour:
• Recherche d’un ou plusieurs parasites dans un échantillon,
• Confirmer ou infirmer le diagnostic d’une parasitose,
• Suivi thérapeutique.

4. INTRODUCTION
• Au laboratoire de parasitologie +++,
• Acheminé dans un flacon stérile le plus tôt possible au
laboratoire tout en respectant les conditions de
conservation selon le type du prélèvement.

5. INTRODUCTION
• En fonction de la localisation du parasite recherché ou la symptomatologie
clinique.
• Plusieurs prélèvements sont réalisés ou orientés au laboratoire de parasitologie :
• Selles,
• Urines,
• Sang ,
• Moelle osseuse,
• Prélèvement cutané,…etc

6. INTRODUCTION
• Chaque prélèvement doit être accompagné d’une fiche
de renseignement.

7. Qu’est ce elle doit contenir?
FICHE DE RENSEIGNEMENT

8. FICHE DE RENSEIGNEMENT
 Nom, prénom et âge du patient ;
 Adresse :zone urbaine, rurale, d’endémie;
 Notion de séjour en zone d’endémie ;
 Présence d’animaux ;
 Habitudes culinaires ;
 Tableau clinique.
 Signes para clinique: biologique et radiologique;
 Notion d’ID ;
 Notion de traitement en cours: antiparasitaire++.

9. SELLES
Indication :
 Parasites vivants dans le tube digestif de l’homme :
 Ascaris lumbricoïdes vit dans l’intestin grêle de l’homme et élimine
ses œufs dans les selles.
 Parasites pour lesquels les selles sont un moyen
d’élimination de leurs formes de dissémination dans le
milieu extérieur:
 Schistosoma mansoni adulte vit dans les vaisseaux sanguins et
élimine ses œufs dans les selles.

10. SELLES
Préparation du patient :
Indispensable
Préparation insuffisante ou incorrecte.

Faux négatifs

11. SELLES
Préparation du patient :
Comment on prépare nos patients pour un prélèvement des selles?

12. SELLES
Préparation du patient :
• Proscrire pdt au moins 3j :
• Les médicaments opaques non absorbables :
• Charbon végétal,
• Produits de contraste,
• Huile laxatif, suppositoires…

13. SELLES
Préparation du patient :
• Proscrire pdt au moins 3j :
• Les aliments laissant beaucoup de résidus :
• Légumes secs: pomme de terre,
• Légumes vers: choux et salade,
• Fruits à cuticules résistantes: tomates, pèches, abricots,
• Grains à enveloppes sclérifiées: haricots, lentilles,
• Fruits à grains nombreuses et de petite taille: figues, fraises.

14. SELLES
Préparation du patient :
• Proscrire pdt au moins 3j :
• Les aliments et les médicaments qui colorent la selle :
• Betteraves,
• Charbon,
• Fumafer.

15. SELLES
Préparation du patient :
• Proscrire pdt au moins 3j :
• Médicaments antiparasitaires:
• Métronidazole,
• Fluvermal.

16. SELLES
Condition du prélèvement :
• 1er selle du matin,
• Récipient propre et sec, à large ouverture, à
fermeture hermétique, si possible transparent,
étiqueté (nom et prénom ou N° du malade, date et heure de
l’émission de la selle).
• Quantité: 30-50 g de selles, pas mélangées aux
urines.

17. SELLES
Condition du prélèvement :
 Idéale: du laboratoire,
 Acheminement au laboratoire dans un délai très bref.
Pourquoi?

18. SELLES
Condition du prélèvement :
• Formes végétatives: sensibles aux variations de la température et à la déshydratation.
• Certains œufs d’helminthes s’embryonnent dans le milieu extérieur diagnostic d’espèce
difficile.
• Œufs d’Ankylostoma duodenale et Necator americanus.

20. SELLES
Condition du prélèvement :
Mais si le délai est beaucoup plus long???

Conservation de la selle

21. SELLES
Conservation
Conservation par le
froid:
• Boite hermétique à +4°C,
• kystes de protozoaires et œufs
d'helminthes.
Eau formolée à
10%:
• Fixation + conservation des
kystes de protozoaires et
des œufs d'helminthes.
Merthiolate iode
Formol(MIF) :
• Coloration + conservation beaucoup plus
longue
• Formes végétatives (quelques années) et
kystes de protozoaires (indéfiniment) colorés.
• + concentration physico-chimique sur des
selles prélevées hors du laboratoire (technique
de Sapero, Lawless et Strome).

22. SELLES
Techniques à réaliser :
• Examen parasitologique des selles (EPS):
• Examen direct macroscopique et microscopique ;
• Techniques de concentration ;
• Techniques de coloration ;
• Coproculture.

23. Techniques de concentration des selles
But:
Réunir dans un faible volume les éléments parasitaires initialement dispersées
dans une grande masse de fèces
• Sans intérêt pour les formes végétatives qu’elles altèrent.

24. Techniques de
concentration
Méthodes
physiques
Méthodes
physico-
chimiques
Méthodes par
éclaircissement
Méthodes
spéciales
Techniques de concentration des selles

25. Technique de
sédimentation
Technique de
flottaison
Densité
RF<P
Densité
RF>P
Méthodes physiques:
Principe: différence de densité entre réactif diluant/parasite
Simples mais longues (à nombreuses manipulation)
Non indiquées en routine
Méthode de
WILLIS

26. Na Cl
25%
Tamisage 15-30 mn
Méthode de WILLIS

27. Œuf d’Ankylostoma duodenale
Œuf de Necator americanus
Œuf d’ Hymenolepis nana
Méthode de WILLIS

28. Sédimentation
Coefficient de partage
entre 2 phases
2 Principes
Lipophile
Hydrophile
Méthodes physico-chimiques ou
diphasiques:

29. Diluant
Homogénéiser
Tamiser
Ether
sulfurique
Centrifugation
1500t/mn pd3mn
Méthodes physico-chimiques ou
diphasiques:

30. Couche d’éther chargée de graisse.
Couche épaisse de débris lipophile.
Couche aqueuse.
Culot à examiner.
Méthodes physico-chimiques ou
diphasiques:

31. Méthodes physico-chimiques ou
diphasiques:

32. Méthodes physico-chimiques ou diphasiques:
Technique Diluant Indication
BAILENGER Tampon acéto-acétique
pH 5
Kystes de protozoaires
RITCHIE
SIMPLIFIÉE
Formol à 10% Œufs d’helminthes et
kystes de protozoaire

33. Technique qualitative
de KATO-KATZ
Technique quantitative
de KATO-MIURA
Les œufs d’ helminthes particulièrement des
Schistosomes et larves d’ Anguillule
Méthodes par éclaircissement:

34. Méthode à la cellophane adhésive ou
scotch test de GRAHAM
Méthodes d’extraction des larves
d’Anguillule
Méthodes spéciales:

35. Méthode à la cellophane adhésive ou
scotch test de GRAHAM

36. Méthode de BAERMANN et LEE
2-3h 10ml
Centrifugation
1500t/mn pd
3-5mn

37. Techniques de coloration des selles
Indication
• Identification/dgc différentiel: espèces d’amibes (FV++)
• Conservation du matériel didactique
• Envoi vers un autre labo (avis)
• Indispensable : dgc cryptosporidies.

38. Techniques de
coloration
Colorations instantanées
entre lame et lamelle
Colorations de frottis
secs ou humides
Colorations spécifiques
Techniques de coloration des selles

39. Méthode de Bailenger
Méthode de Sapero Lawless
et Strome (MIF)
Colorations instantanées
Sur lame Sur tube

40. Eau phy
0,9%
Homogénéiser
Colorant MIF
Immédiat ou
après 20-30mn
Méthode de Sapero Lawless et Strome
–sur lame-

41. Méthode de Sapero Lawless et Strome
–sur lame-

42. • Indication: Selles glaireuses.
• Préparation ne se conserve que pendant qq heures.
Méthode de Sapero Lawless et Strome
–sur lame-

43. 0,25g de selles
0,15 ml de Solution
de lugol à 5%
2,35 ml de Solution
mère de merthiolate
Mélanger
Immédiat/
20-30mn
Méthode de Sapero Lawless et Strome
– En tube-

44. Résultats:
• Idem à la coloration sur lame.
Indication:
• Conservation des protozoaires colorés est définitive (bien boucher le tube)
• Qq soit la consistance des selles
• Fixation+ conservation +coloration.
Méthode de Sapero Lawless et Strome
– En tube-

45. Méthode de Sapero Lawless et Strome
– En tube-

46. Technique de KOHN au
noir chlorazol
Technique de Heidenhain
à l’hématoxyline ferrique.
Technique au Trichrome
de Wheatley.
Colorations de frottis humides

47. Technique de KOHN au noir chlorazol
Noir
chlorazol
8-10h
Lavage à l’eau
de robinet
X100 à l’immersion
Alcool
60°
Alcool
70°
Alcool
80°
Alcool
95°
Xylène

48. Technique de KOHN au noir chlorazol

49. En 3tps:
1er tps: Fixation (Schaudinn acétique)
2ème tps: Coloration (l’hématoxyline ferrique)
3ème tps: Différentiation (l’alun de fer)
Technique de Heidenhain à l’hématoxyline
ferrique

50. Technique de Heidenhain à l’hématoxyline
ferrique

51. • Donne de bons résultats + Conservation indéfinie.
mais
• Longue et délicate: pas pour routine.
Technique de Heidenhain à l’hématoxyline
ferrique

52. SANG
Condition du prélèvement :
• Au doigt du patient: face latérale de l’annulaire,
• Ponction veineuse sous anticoagulant (EDTA) sauf pour sérologie (tube
sec).

53. SANG
Techniques à réaliser :
• État frais pour la recherche des parasites extracellulaires ;
• Frottis sanguin et goutte épaisse ;
• Test de dépistage rapide ;
• Techniques de concentration :
• Centrifugation en tube capillaire ;
• Système QBC ;
• Triple centrifugation ;
• Techniques de leucoconcentration.

54. SANG
Techniques à réaliser :
• Culture et hémoculture ;
• Inoculation à l’animal ;
• Technique de biologie moléculaire
• Techniques sérologique par dosage
des anticorps ou des antigènes circulants.

55. SANG
Indication :
• Plasmodium (P. falciparum, P. vivax, P. ovale, P. malarie et P.
knowlesi) agent du paludisme.
• Babesia (B. microti, B. divergens) agent de babésioses.
• Trypanosoma. brucei agent de trypanosomose africaine.
• T. cruzi agent de trypanosomose américaine.
• Leishmania sp. Agent de leishmaniose viscérale (chez sujet VIH+).
• Toxoplasma gondii agent de toxoplasmose (chez sujet
immunodéprimé).
• Wuchereria bancrofti, Brugia malayi et Brugia timori agent de
filarioses lymphatiques.
• Loa loa agent de loase.

56. SANG
Indication :
• Mais aussi pour le diagnostic sérologique de certaines parasitoses :
• Toxoplasmoses,
• Amœbose tissulaire,
• Leishmaniose viscérale,
• Hydatidose,
• Distomatoses,
• Bilharzioses …

57. URINE
Indication :
• Œufs de Schistosoma haematobium
• Trophozoites de Trichomonas vaginalis.

58. Urine
S. haematobium
2ème partie d’une miction
après effort modéré
Urines de 24 heures
T. vaginalis
Urines matinales du 1er jet

59. Technique: Examen du culot de centrifugation à 1500 trs/mn
pdt 5mn.
S. haematobium
Filtration sur
filtre polycarbone,
Test l’éclosion
miracidienne
Test de vitalité
T. vaginalis
Coloration MGG
ou Giemsa
Culture

60. Prélèvement vaginal
Indication :
• Trophozoites de Trichomonas vaginalis .

61. Prélèvement vaginal
Condition du prélèvement :
• Toilette interne
• Relation sexuelle dans les 48 h
• Écouvillon stérile,
• Culs-de-sac et glandes,
• Sous spéculum sans lubrifiant.

62. Prélèvement vaginal
Techniques à réaliser :
• Examen direct.
• Frottis coloré par MGG ou Giemsa.
• Culture sur milieu pour protozoaires.

63. Prélèvement uréthral
Indication :
• Trophozoites de Trichomonas vaginalis.

64. Prélèvement uréthral
Condition du prélèvement :
• Écoulement purulent du matin avant toute toilette
• Écouvillon stérile.

65. Prélèvement uréthral
Techniques à réaliser :
• Examen direct.
• Frottis coloré par MGG ou Giemsa.
• Culture sur milieu pour protozoaires.

66. Prélèvement cutané
Indication :
• Leishmania sp. dans les exsudats cutanés.
• Dracunculus medinensis (filaire de Médine) : extraction du ver adulte.
• Onchocerca volvulus : biopsie cutanée exsangue.

67. Prélèvement cutané
Exsudats cutanés:
Condition du prélèvement:
• Prélever les sérosités par un vaccinostyle à la périphérie de la lésion
cutanée dans ses parties infiltrées,
• Éviter la zone ulcérée au centre (peut être surinfectée par les bactéries).
• Étaler sur une lame porte objet en zig-zag ou par mouvement circulaire.

68. Prélèvement cutané
Exsudats cutanés:
Techniques à réaliser :
• Coloration Giemsa ou MGG.
• Culture sur milieu NNN (Novy- MacNeal, Nicolle).

69. Prélèvement cutané
Extraction du ver adulte de Dracunculus medinensis:
Condition du prélèvement:
• Enrouler le ver adulte sur un bâtonné à raison de 1cm/jour.

70. Prélèvement cutané
Biopsie cutanée exsangue pour Onchocerca volvulus
Condition du prélèvement:
• Retirer un petit copeau de la peau à l’aide d’une pince à
sclérotomie, sans anesthésie.
• N’est pas douloureux (superficiel).
• Non hémorragique (filaires sanguicoles).
• Crêtes iliaques ou omoplates.

71. Prélèvement cutané
Biopsie cutanée exsangue pour Onchocerca volvulus
Techniques à réaliser:
• Mettre le fragment de biopsie dans de l’eau physiologique
• Examiner à la loupe binoculaire ou microscope x10 des
microfilaires.

72. Moelle osseuse
Indication :
• Leishmaniose viscérale.

73. Moelle osseuse
Condition du prélèvement :
• Ponction sternale ou iliaque
• Recueillie dans un tube
contenant de l’EDTA ou
du citrate de sodium.

74. Moelle osseuse
Techniques à réaliser :
• Frottis fixé et coloré par MGG ou Giemsa.
• Culture sur milieu NNN.
• Inoculation à l’animal.

75. LCR (liquide céphalo-rachidien )
Indication :
• Trypanosoma brucei gambiense et T.b. rhodesiense agent de la
trypanosomose humaine africaine.
• Trypanosoma cruzi agent de la maladie de Chagas.
• Toxoplasma gondii agent de la toxoplasmose principalement chez
les sujets immunodéprimés.
• Amibes libres (Naegleria fowleri agent de la méningo-encéphalite
amibienne primitive, Acanthamoeba sp. et Balamuthia
mandrillaris agent de l’encéphalite granulomateuse amibienne).

76. LCR (liquide céphalo-rachidien )
Condition du prélèvement :
• Ponction lombaire,
• Asepsie rigoureuse,
• Introduction d’un stylet entre deux
vertèbres du bas du dos (L3-L4 ou L4-L5).
• La quantité de 3ml est suffisante.

77. LCR (liquide céphalo-rachidien )
Techniques à réaliser :
• Examen direct.
• Formule leucocytaire.
• Technique de concentration : simple ou double centrifugation.
• Coloration MGG ou Giemsa.
• Culture.

78. LBA (lavage bronchoalvéolaire)
Indication:
• Distomatose pulmonaire à Paragonimus sp.
• Hydatidose pulmonaire (vomique hydatique).

79. LBA (lavage bronchoalvéolaire)
Conditions du prélèvement:
• Au cours de la bronchoscopie,
• Instiller du sérum physiologique au niveau des
bronches, puis à le ré-aspirer.

80. LBA (lavage bronchoalvéolaire)
Techniques à réaliser:
• Examen direct et après centrifugation.

81. Suc ganglionnaire
• Prélever à l’aiguille,
• Trypanosoma brucei gambiense
et T.b. rhodesiense agent de la
trypanosomose humaine
africaine.

82. Suc ganglionnaire
Techniques à réaliser :
• Examen direct.
• Frottis fixé et coloré par MGG ou Giemsa.

83. Tubage duodénal
Indication :
• Giardia duodenalis,
• Œufs de Douves,
• Larves d’Anguillule.

84. Tubage duodénal
Condition du prélèvement :
• Introduire une sonde par la bouche ou le nez
dans le tube digestif haut
• Prélever les sécrétions duodénales.
• Examen déplaisant mais non douloureux,
s’effectue sans anesthésie.
• Le liquide prélevé est versé dans un tube
stérile.

85. Tubage duodénal
Techniques à réaliser :
• Examen direct ( ne dépasser pas 1 heure).

86. Biopsie rectale
Indication :
• Amibe : Entamoeba histolytica histolytica.
• Œufs de Schistosomes.

87. Biopsie rectale
Pour E.histolytica histolytica :
Condition de prélèvement:
• Le prélèvement est effectué au niveau d’une ulcération en
« coupe d’ongle » ou en « bouton de chemise » mis dans un
liquide fixateur (Bouin ou formol).

88. Biopsie rectale
Pour E.histolytica histolytica :
Condition de prélèvement:
• Examen direct.
• Colorations histologiques : PAS (periodic acid Schiff), l’hématoxyline ferrique ou le
trichrome.

89. Biopsie rectale
Pour les œufs de Schistosomes:
Conditions de prélèvement:
• Les fragments de la muqueuse ou de la sous muqueuse prélevés lors de la rectoscopie sont mis dans du
sérum physiologique (pas dans un liquide fixateur), puis dans de l’eau distillée pour la
déshémoglobinisation.
• Les fragments sont par la suite écrasés entre lame et lamelle dans la gomme du chloral.

90. Biopsie rectale
Pour les œufs de Schistosomes:
Techniques à réaliser:
• Examen direct (compter le nombre des œufs, noter le caractère vivant ou mort).
• Coloration Ziehl Neelsen.

91. Bibliographie
1. ANOFEL, Parasitologie et mycologie médicale, guides des analyses et pratiques
diagnostiques.2017, Elsevier Masson SAS.
2. Y.J. Golvan, Les nouvelles techniques en parasitologie.1990, Flammarion médecine
sciences.
3. V. Guillaume, Fiches pratiques de parasitologie.2007, De Boeck & Larcier.

92. Merci de votre
attention