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voyage .....)
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examen ....)
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 Résultat et interprétation
 Recherche et retrouve les éléments supposés
présents
 • Un examen isolé négatif n’a aucune valeur
d’élimination
 • Examen doit être rapidement exécuter
 • Chaque parasite ou groupe de parasites a sa
technique spécifique
 Préparation:
- Eliminer certains médicaments (charbon, laxatifs,
baryte….)
- Eliminer certains aliments (féculents, certains
fruits…)
 Matériel:
- Pots transparents, propres fermeture hermétique
 Acheminement:
- Idéal. Selles fraîches prélevées au laboratoire
- Si différé conservateur. Froid, Formol, MIF…
 Examen macroscopique:
 Examen microscopique:
- Examen direct
- Concentrations
Protozoaires Helminthes Autres.
Exp:anguillule,…
- Colorations spécifiques
- Cultures
 Examens particuliers:
Ex. Test de Graham, biopsie intestinale,…
 Il permet de noter:
 L’aspect , la couleur, la consistance et la
présence éventuelle de sang, de mucosités de
pus
Apprécier la digestion du bol alimentaire
La présence de parasites (anneaux de ténia,
oxyures, ascaris, douves...).
 Principe:
- Seul examen à l'état frais permettant de mettre en
évidence les formes végétatives de protozoaires et
d'étudier leur mobilité.
Précautions: Eviter
- Excès de selles pour une préparation transparente
- Excès d'eau pour ne pas souiller le microscope.
L'excès de liquide peut être épongé avec du papier
absorbant. Si la selle est liquide, l'ajout d'eau n'est
pas nécessaire.
 Technique:
 Déposer une goutte d'eau sur une lame porte
objet propre.
 Prélever un fragment des selles en plusieurs
endroits.
 Réaliser un mélange homogène et recouvrir
d'une lamelle.
 Observer au microscope au G 100 puis 400.
 Coloration au lugol :
- Coloration extemporanée permettant le
diagnostic différentiel des amibes.
- Ajouter une goutte de lugol au montage
précédent et observer au microscope au
grossissement 100 puis 400.
 Principe et intérêt : les nombreux et parfois
volumineux débris alimentaires, la masse des
cadavres bactériens, tout cela encombra la
dilution et gène l'observation microscopique.
En éliminant ces éléments inutiles, en éclaircit
les préparation et simultanément on augmente
la concentration des parasites..
 Ainsi, privés des particules sans intérêt
parasitaire, les œufs et larves de vers, de
même que les kystes de protozoaires
éventuellement contenus dans une masse
fécale volumineuse se concentrent dans un
faible volume et sont immédiatement
décelables
 Le principe des méthodes d'enrichissement
permet de les classer en 3 groupes :
 Méthodes physico-chimiques ;
 Méthodes par éclaircissement ;
 Méthodes biologiques ;
 Les selles sont diluées dans un liquide dont la
densité est soit inférieure à celle des parasites
(ces derniers vont sédimenter) soit supérieurs
à celle des parasites (qui vont flotter à la
surface du liquide)
 Plusieurs modalités pratiques ont été décrites :
 Sédimentations simples en eau physiologique ou
en eau glycérinée, association sédimentation
centrifugation.
Toutes ces techniques sont certes de réalisation
simple et ne demandent qu'un matériel rudimentaire
En fait elles sont longues à pratiquer car elles
exigent de nombreuses manipulations (plusieurs
sédimentations ou sédimentations centrifugations)
qui les éliminent comme techniques de routine.
 De plus quelles que soient les modalités
d'élimination des débris volumineux ces
techniques donnent de mauvais résultats pour
les selles riches en résidus de féculents.
Aussi ces techniques sont elles abandonnés et
ne nous retiendrons pas davantage
 Trois principales techniques :
 Méthode de Willis
 Technique de Faust
 Méthode de Janeckso Urbanyi
Techniques de concentration en parasitologie
 elle utilise une solution saturée de chlorure de sodium (filllbom
1920) en mettant à profit l'adhérence des parasites au verre.
 Diluer dans un verre à pied conique 10g de selles dans 200 ml
d'une solution saturée de Clna.
 Homogénéiser
 Tamiser
 Verser dans un tube à centrifuger jusqu'à affleurement du liquide
aux bords du tube.
 Appliquer une lamelle sur le tube en évitant de laisser des bulles
d'air entre la lamelle et le liquide.
 Retirer la lamelle au bout de 15 à 45 minutes, la déposer sur une
lame et examiner immédiatement (avant la cristallisation des
sels).
 Indications : Œufs d'ankylostomes et d'ascaris fertiles.
 Contre-indications : Larves, kystes, œufs : Douves, schistosomes,
ascaris infertiles.
 Diluer soigneusement 10 g de selles dans 100 ml d'eau tiède dans
un verre à pied conique
 Tamiser avec de la gaze humide disposée dans un entonnoir qui
plonge dans un tube à centrifuger.
 Centrifuger 1 minute à 2300 t et décanter le surnageant.
 Reprendre le culot de centrifugation par 2 à 3 ml d'eau tiède,
agiter et centrifuger lmn à 2300 t.
 Répéter 3 à 4 fois jusqu'à ce que le liquide surnageant soit clair.
 Mettre le sédiment dans 3 à 4 ml d'une solution aqueuse saturée
de S04 Zn (33g SO4 Zn pour 100 ml eau distillée)
 Remplir un ou plusieurs tubes à centrifuger avec la solution SO4
Zn : le niveau à 0,5 cm de l'extrémité supérieure du tube.
 Centrifuger 1 minute à 2300 t.
 Prélever avec une anse de platine à la surface
 Examiner immédiatement.
 La technique de Faust nécessite certes plusieurs
manipulations mais reste valable tant par son prix
de revient que pour son efficacité pour la mise en
évidence des œufs d'helminthes.
 Néanmoins il faut signaler que cette technique
peut déformer les kystes de protozoaires.
 Contre-indications : kystes (déformation) ;
œufs d'ascaris infertiles ;
œufs operculés (douves + botriocephale) ;
œufs de schistosoma et larves (altérées).
 Solution iodo-mercurique :
 Solution mère : Dissoudre 74g d'iodure de K± dans
50 ml d'eau.
 Ajouter, en agitant, 100g de bi iodure de mercure.
 Mettre dans un flacon teinté hermétiquement fermé.
 Au moment de l'emploi :
 Solution mère : 10 ml
 Eau distillée : 24 ml
 C'est une excellente technique pour concentrer les
œufs d'helminthes en général et les œufs de grande
douve, d'hymenolepis et d'ankylostomes en
particulier. Son inconvénient est d'utiliser un réactif
toxique et corrosif : le biiodure de Hg.
 Indications : œufs de grande douve (F.h) ;
schistosoma mansoni ;ankylostome ;necator ;taenia et
hymenolipis ;oxyure ;tricocéphale et larves de vers.
 Contres indications : kystes de protozoaires (sauf
giardia) ;ascaris et selles riches en lipides ou huiles
minérales.
 Principe : la concentration parasitaire résulte de 03 phénomènes
 1- mise en présence de deux phases non miscibles (l'une aqueuse,
l'autre lipophile) qui crée, pour chacune des particules fécales
(parasites, débris alimentaires, microbes) un coefficient de partage
leur permettent de s'orienter en fonction de leur équilibre
hydrophile- lipophile.
Les éléments sur la balance hydrophile-lipophile penchant en faveur
des groupements hydrophiles se retrouvent dans la phase aqueuse et se
déposent au font du tube à centrifuger. Au contraire si la balance
penche en faveur des groupements lipophiles, l'élément reste au
contact de la couche d'éther et participe à la constitution de l'anneau
qui se forme à l'interphase eau - éther.
 2- action dissolvante des réactifs qui supprime certains
constituants fécaux (lipides notamment).
 3- la densité des parasites supérieure à celle de la
phase aqueuse.
 D'autres facteurs susceptibles d'accroître l'hydrophilie
des éléments parasitaires, c'est-à-dire de favoriser leur
concentration dans le culot de centrifugation.
 pH (pH 5 meilleur pour tous les œufs)
 composition ionique des phases
 présence obtenue dans les dilutions fécales d'agents
tensioactifs.
Techniques de concentration en parasitologie
1 Triturer dans un verre à pied conique 2 à 5g de selles dans
10 fois leur volume dans du tampon acéto-acétique à pH 5,5.
2. Laisser sédimenter 40 à 50 secondes.
3. Verser le liquide surnageant dans un tube à centrifuger.
4. Ajouter de l'éther sulfurique (1/3 du volume total de
liquide) en prenant la précaution de laisser au moins un
centimètre de hauteur vide dans le tube
5. Agiter vigoureusement jusqu'à émulsion complète après
avoir bouché le tube avec le pouce.
6. Centrifuger immédiatement après l'émulsion 1 minute
entre 1500 et 2000 t.
7 Jeter le surnageant et prélever le culot par capillarité avec
une pipette Pasteur.
 Cette méthode reste une bonne technique de
routine avec une petite réserve en ce qui
concerne les œufs légers (Ankylostomes et
Douves en particulier).
 Cette technique concentre bien les kystes
(giardia, amibes) et les œufs (trichocephale)
ainsi que les oocystes de cryptosporidies.
 Lorsque les selles ne peuvent pas être observés
dans un bref délai il est recommandé d'utiliser le
M.I.F.
Pour cela :
 Mélanger dans un flacon bien bouché une partie
de selles pour 10 parties de solution MIF
 Bien agiter
 Faire un examen direct : prendre une goutte de la
solution obtenue après mélange et examiner entre
lame et lamelle.
 Si l'examen direct est négatif :
 Mélanger à nouveau en agitant le flacon.
 Laisser décanter
 Verser le surnageant dans un tube à centrifuger.
 Ajouter de l'éther sulfurique (1/3 du volume total
de liquide) en prenant la précaution de laisser au
moins un centimètre de hauteur vide dans le tube.
 Agiter vigoureusement jusqu'à émulsion
complète après avoir bouché le tube avec le
pouce.
 Laisser décanter deux minutes environ. L'émulsion
doit rester stable.
 Centrifuger immédiatement après l'émulsion pendant
une minute à 2000 t.
 Jeter le surnageant et prélever le culot par capillarité
avec une pipette Pasteur.
 si après deux minutes de décantation l'émulsion est
instable (présence d'éther surnageant) il faudra
ajouter un ml d'eau du robinet agiter et laisser
décanter.
 Cette opération pourra être répétée autant de fois que
l'on constatera la présence d'éther surnageant.
 Cette technique concentre bien les kystes de
protozoaires, les œufs de grande douve,
d'ascaris et de schistosome.
 Sa première étape permet la coloration des
protozoaires ainsi que leur conservation
éventuelle
 La concentration est obtenue en combinant la
sédimentation par centrifugation et
l'élimination des résidus de la digestion par
l'action dissolvante de l'éther éthylique.
 Réactifs :
 Solution de formol à 10%
 Solution d'éther éthylique
 Technique :
 Diluer une noisette de selles dans une solution de formol
à 10%
 Tamiser à l'aide d'une passoire avec des pores fins
 Laisser sédimenter quelques secondes
 Ajouter l'éther au 1/3
 Agiter vigoureusement jusqu'à l'obtention d'une solution
homogène
 Centrifuger à 1500 tours/min pendant 2 minutes
 Rejeter le surnageant
 Examiner le culot entre lame et lamelle aux
grossissements 10x puis 40x.
 Cette technique concentre bien les kystes de protozoaires
ainsi que les œufs d'ascaris et de schistosomes.
Concentration par éclaircissement
 C'est une technique de décoloration des selles
qui permet de distinguer rapidement au faible
grossissement les œufs de parasites dans une
préparation de selle rendue translucide.
 Réactifs :
 Glycérine 100 ml
 Vert malachite à 3% 1 ml
 Eau distillée 100 ml
 Technique :
 Découper des « lamelles » de cellophane en
rectangles de 2 cm x 3cm.
 Les rectangles de cellophane doivent séjourner
au moins 24 heures dans la solution.
 En cas d'examen différé les selles peuvent être
conservées à + 4° c pendant quelques jours
sans inconvénient.
 Méthode qualitative :
 Un petit poids de matières fécales (environ 30 mg) est
déposé sur une lame de microscope ordinaire puis étalé
sous forme de frottis épais. Celui-ci est recouvert d'un
rectangle de cellophane imprégné de la solution.
 La préparation est retournée puis écrasée sur une feuille
de papier absorbant.
 Les lames sont conservées 15 à 30 minutes à la
température du laboratoire avant d'être examinées au
microscope. (L'examen ne doit pas être retardé de plus de
deux heures : les œufs de schistosomes et d'ankylostomes
deviennent rapidement méconnaissables).
 Méthode quantitative :
 Nécessite l'utilisation de plaques de carton glacé
ou de plastique percées d'un trou de diamètre
constant.
soit un carré de carton glacé de 0,26 mm
d'épaisseur avec en son milieu un trou de 4,72 mm
de diamètre ce qui donne un poids moyen de
matière fécale égal à 10 mg (Ripert) soit une plaque
de plastique de 1 mm d'épaisseur percée d'un trou
de 6,5 mm de diamètre donnant un poids moyen de
selles de 30 mg (Nozais)
 si les selles renferment beaucoup de débris on aura
intérêt à les tamiser quoiqu'il en soit la plaque
perforée est appliquées sur une lame, le trou est
rempli de selles tamisées.
 La surface est arasée puis la plaque est retirée
 Le prélèvement est étalé sous un rectangle de
cellophane imprégné de la solution.
 Examiner la totalité du prélèvement en comptant
tous les œufs rencontrés.
 Le nombre d‘œufs retrouvés pour chaque espèce est
soit multiplié par 100 (Ripert) soit multiplié par 100
et divisé par 3 (Nozais) et ce pour obtenir une
densité d' œufs pour un gramme de selles.
 Indications : Tous les œufs et notamment
S.mansoni ; Coccidies (oocystes, sporocystes).
 Contre-indications : Protozoaires
(trophozoîtes, kystes) ; Larves (souvent
inidentifiables).
Techniques de concentration en parasitologie
 Elle utilise un appareillage simple constitué par un
entonnoir de 12 cm d'ouverture et dont la tubulure
porte un tube en caoutchouc fermé par une pince.
 Mettre environ 15g de selles fraîches dans une
passoire métallique tapissée selon la consistance de
la selle par une ou deux couches de gaze.
 Remplir l'entonnoir jusqu'au 1/3 de la hauteur avec
de l'eau chaude (environ 45°)
 Placer dans l'entonnoir la passoire contenant les
selles dont la partie inférieure doit affleurer l'eau.
 2 à 3 heures plus tard retirer du dispositif le
liquide qui pourra être soit centrifugé à 1500 t/
mn pendant 5 minutes et permettre l'examen du
culot au microscope, soit vidé dans une boite de
pétri et examiné à la loupe binoculaire.
 C'est une excellente technique pour la recherche
des larves d'anguillules en mettant à profit
l'hydrothermo-tropisme positif de ces dernières.
N.B : les larves d'anguillule étant
contaminantes cette technique doit être
pratiquée avec le maximum de sécurité (port
de gants en particulier).
 Quelquefois d'autres parasites peuvent être
observés : jeunes oxyures, Trichomonas,
miracidium de schistosomes.
Techniques de concentration en parasitologie
 il s'agit d'une microtechnique d'enrichissement qui
permet d'observer sur une petite surface beaucoup plus
de sang que sur un frottis
 Technique :
 déposer une goutte de sang au centre de la lame
 tourner régulièrement dans la goutte tout en l'étalant,
pendant deux minutes, à l'aide de la pointe d'un
vaccinostyle ou le coin d'une lame pour défibriner le
sang.
 Mettre la lame à l'abri des poussières et des mouches
pendant 4 à 24 heures selon la température ou mettre à
l'étuve à 38-40°C pendant 5 minutes.
 Plonger la lame pendant 5 à 10 minutes dans
un verre à pied contenant de l'eau du robinet
jusqu'à ce que la préparation soit claire
(hémolyse complète).
 Retirer la lame et la laisser sécher à plat
 Fixer par le méthanol
 Colorer par une solution de Giemsa pendant
20 minutes
 Rincer à l'eau, laisser sécher et examiner à
l'immersion.
Remarques : une technique plus simple
consiste à recouvrir la lame de Giemsa dilué à
raison d'une goutte par ml, laisser agir pendant
1 heure, laver à l'eau et sécher
 Il existe de nombreuses techniques de
concentration des microfilaires dont certaines très
récentes. Ces techniques sont délicates rarement
mise en œuvre, il faut donc utiliser une méthode
facile. On peut conseiller la technique de Ho-Thi
Sang et J. Petithory, appelée technique à la
saponine
 Réactifs : eau physiologique à 0,9%, solution de
saponine à 2% (saponine pure 0,2 g, eau
physiologique à 0,9 % 10 ml, conservation à +4
°C quelques jours).
 Technique. Dans un tube transparent conique :
 mettre 5 ml de sang (1 volume)
 ajouter 10 ml d'eau physiologique à 0,9 % (2
volumes),
 ajouter la solution de saponine goutte à goutte,
boucher le tube et agiter par retournement
plusieurs fois pour s'assurer que l'hémolyse est
complète,
 centrifuger 10 minutes à 2000 tours/ minutes,
 verser le surnageant, essuyer les parois avec un
mouchoir papier tortillé, lire la totalité du culot
de centrifugation à l'objectif 10.
 Si on note la présence de rares microfilaires
(parfois une seulement enlever délicatement la
lamelle, laisser sécher et colorer. Les
microfilaires sont parfois altérés mais leur
étude morphologique reste la plupart du temps
réalisable.
 Attention, les causes d'erreur sont nombreuse,
en particulier avec les résidus textiles.
 Le prélèvement de 20 ml est placé dans un tube à centrifuger.
 Une première centrifugation s'effectue à 1500 t r/min pendant
10 minutes.
 Le plasma est décanté, placé dans un tube à centrifuger et une
deuxième centrifugation est effectuée dans les mêmes
conditions.
 Le plasma est à nouveau décanté et une troisième
centrifugation est effectuée à 3000 &minute pendant 20
minutes.
 Le culot est examiné après chaque centrifugation entre lame et
lamelle.
 C'est une bonne technique, facilement réalisable qui s'applique
dans les mêmes conditions à un prélèvement de liquide
céphalo-rachidien.
 Sédimentation :
 Laisser sédimenter les urines
 Prélever 20 ml dans le fond du flacon
 Centrifuger à faible vitesse dans un tube
conique
 Prélever 1 ml du culot de centrifugation et le
verser dans un verre de montre
 Examiner la préparation à la loupe ou entre
lame et lamelle à faible grossissement.
 Concentration :
 Agiter le flacon de prélèvement
 Prélever l0ml d'urine dans le fond du flacon et le verser
dans un tube à centrifugation
 Centrifuger pendant 2 minutes à 2000 tours par minute
 Prélever le culot à l'aide d'une pipette pasteur, le verser
dans un verre de montre.
 Examiner la préparation à la loupe ou entre lame et
lamelle à faible grossissement.
 Lorsque l'examen est différé, les urines doivent être
conservées en ajoutant 5 ml d'un liquide conservateur.
Liquide conservateur
Formol 10 ml
Glycérine 10 ml
Eau distillée 80 ml
 Références :
Coprologie parasitaire et fonctionnelle :
Bailenger.
Conduite des examens en parasitologie G
Vougeot.$
Guide pratique du laboratoire de
parasitologie : Tome 1 : Examens directs
Techniques de concentration en parasitologie

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Techniques de concentration en parasitologie

  • 1. Par : S/ Abdessemed
  • 2.  Prescription correcte  Renseignements cliniques (âge, symptômes, voyage .....)  Prélèvements (condition, préparation, délai p/r examen ....)  Examens (technique, matériel, compétence ...)  Résultat et interprétation
  • 3.  Recherche et retrouve les éléments supposés présents  • Un examen isolé négatif n’a aucune valeur d’élimination  • Examen doit être rapidement exécuter  • Chaque parasite ou groupe de parasites a sa technique spécifique
  • 4.  Préparation: - Eliminer certains médicaments (charbon, laxatifs, baryte….) - Eliminer certains aliments (féculents, certains fruits…)  Matériel: - Pots transparents, propres fermeture hermétique  Acheminement: - Idéal. Selles fraîches prélevées au laboratoire - Si différé conservateur. Froid, Formol, MIF…
  • 5.  Examen macroscopique:  Examen microscopique: - Examen direct - Concentrations Protozoaires Helminthes Autres. Exp:anguillule,… - Colorations spécifiques - Cultures  Examens particuliers: Ex. Test de Graham, biopsie intestinale,…
  • 6.  Il permet de noter:  L’aspect , la couleur, la consistance et la présence éventuelle de sang, de mucosités de pus Apprécier la digestion du bol alimentaire La présence de parasites (anneaux de ténia, oxyures, ascaris, douves...).
  • 7.  Principe: - Seul examen à l'état frais permettant de mettre en évidence les formes végétatives de protozoaires et d'étudier leur mobilité. Précautions: Eviter - Excès de selles pour une préparation transparente - Excès d'eau pour ne pas souiller le microscope. L'excès de liquide peut être épongé avec du papier absorbant. Si la selle est liquide, l'ajout d'eau n'est pas nécessaire.
  • 8.  Technique:  Déposer une goutte d'eau sur une lame porte objet propre.  Prélever un fragment des selles en plusieurs endroits.  Réaliser un mélange homogène et recouvrir d'une lamelle.  Observer au microscope au G 100 puis 400.
  • 9.  Coloration au lugol : - Coloration extemporanée permettant le diagnostic différentiel des amibes. - Ajouter une goutte de lugol au montage précédent et observer au microscope au grossissement 100 puis 400.
  • 10.  Principe et intérêt : les nombreux et parfois volumineux débris alimentaires, la masse des cadavres bactériens, tout cela encombra la dilution et gène l'observation microscopique. En éliminant ces éléments inutiles, en éclaircit les préparation et simultanément on augmente la concentration des parasites..
  • 11.  Ainsi, privés des particules sans intérêt parasitaire, les œufs et larves de vers, de même que les kystes de protozoaires éventuellement contenus dans une masse fécale volumineuse se concentrent dans un faible volume et sont immédiatement décelables
  • 12.  Le principe des méthodes d'enrichissement permet de les classer en 3 groupes :  Méthodes physico-chimiques ;  Méthodes par éclaircissement ;  Méthodes biologiques ;
  • 13.  Les selles sont diluées dans un liquide dont la densité est soit inférieure à celle des parasites (ces derniers vont sédimenter) soit supérieurs à celle des parasites (qui vont flotter à la surface du liquide)
  • 14.  Plusieurs modalités pratiques ont été décrites :  Sédimentations simples en eau physiologique ou en eau glycérinée, association sédimentation centrifugation. Toutes ces techniques sont certes de réalisation simple et ne demandent qu'un matériel rudimentaire En fait elles sont longues à pratiquer car elles exigent de nombreuses manipulations (plusieurs sédimentations ou sédimentations centrifugations) qui les éliminent comme techniques de routine.
  • 15.  De plus quelles que soient les modalités d'élimination des débris volumineux ces techniques donnent de mauvais résultats pour les selles riches en résidus de féculents. Aussi ces techniques sont elles abandonnés et ne nous retiendrons pas davantage
  • 16.  Trois principales techniques :  Méthode de Willis  Technique de Faust  Méthode de Janeckso Urbanyi
  • 18.  elle utilise une solution saturée de chlorure de sodium (filllbom 1920) en mettant à profit l'adhérence des parasites au verre.  Diluer dans un verre à pied conique 10g de selles dans 200 ml d'une solution saturée de Clna.  Homogénéiser  Tamiser  Verser dans un tube à centrifuger jusqu'à affleurement du liquide aux bords du tube.  Appliquer une lamelle sur le tube en évitant de laisser des bulles d'air entre la lamelle et le liquide.  Retirer la lamelle au bout de 15 à 45 minutes, la déposer sur une lame et examiner immédiatement (avant la cristallisation des sels).  Indications : Œufs d'ankylostomes et d'ascaris fertiles.  Contre-indications : Larves, kystes, œufs : Douves, schistosomes, ascaris infertiles.
  • 19.  Diluer soigneusement 10 g de selles dans 100 ml d'eau tiède dans un verre à pied conique  Tamiser avec de la gaze humide disposée dans un entonnoir qui plonge dans un tube à centrifuger.  Centrifuger 1 minute à 2300 t et décanter le surnageant.  Reprendre le culot de centrifugation par 2 à 3 ml d'eau tiède, agiter et centrifuger lmn à 2300 t.  Répéter 3 à 4 fois jusqu'à ce que le liquide surnageant soit clair.  Mettre le sédiment dans 3 à 4 ml d'une solution aqueuse saturée de S04 Zn (33g SO4 Zn pour 100 ml eau distillée)  Remplir un ou plusieurs tubes à centrifuger avec la solution SO4 Zn : le niveau à 0,5 cm de l'extrémité supérieure du tube.  Centrifuger 1 minute à 2300 t.  Prélever avec une anse de platine à la surface  Examiner immédiatement.
  • 20.  La technique de Faust nécessite certes plusieurs manipulations mais reste valable tant par son prix de revient que pour son efficacité pour la mise en évidence des œufs d'helminthes.  Néanmoins il faut signaler que cette technique peut déformer les kystes de protozoaires.  Contre-indications : kystes (déformation) ; œufs d'ascaris infertiles ; œufs operculés (douves + botriocephale) ; œufs de schistosoma et larves (altérées).
  • 21.  Solution iodo-mercurique :  Solution mère : Dissoudre 74g d'iodure de K± dans 50 ml d'eau.  Ajouter, en agitant, 100g de bi iodure de mercure.  Mettre dans un flacon teinté hermétiquement fermé.  Au moment de l'emploi :  Solution mère : 10 ml  Eau distillée : 24 ml
  • 22.  C'est une excellente technique pour concentrer les œufs d'helminthes en général et les œufs de grande douve, d'hymenolepis et d'ankylostomes en particulier. Son inconvénient est d'utiliser un réactif toxique et corrosif : le biiodure de Hg.  Indications : œufs de grande douve (F.h) ; schistosoma mansoni ;ankylostome ;necator ;taenia et hymenolipis ;oxyure ;tricocéphale et larves de vers.  Contres indications : kystes de protozoaires (sauf giardia) ;ascaris et selles riches en lipides ou huiles minérales.
  • 23.  Principe : la concentration parasitaire résulte de 03 phénomènes  1- mise en présence de deux phases non miscibles (l'une aqueuse, l'autre lipophile) qui crée, pour chacune des particules fécales (parasites, débris alimentaires, microbes) un coefficient de partage leur permettent de s'orienter en fonction de leur équilibre hydrophile- lipophile. Les éléments sur la balance hydrophile-lipophile penchant en faveur des groupements hydrophiles se retrouvent dans la phase aqueuse et se déposent au font du tube à centrifuger. Au contraire si la balance penche en faveur des groupements lipophiles, l'élément reste au contact de la couche d'éther et participe à la constitution de l'anneau qui se forme à l'interphase eau - éther.
  • 24.  2- action dissolvante des réactifs qui supprime certains constituants fécaux (lipides notamment).  3- la densité des parasites supérieure à celle de la phase aqueuse.  D'autres facteurs susceptibles d'accroître l'hydrophilie des éléments parasitaires, c'est-à-dire de favoriser leur concentration dans le culot de centrifugation.  pH (pH 5 meilleur pour tous les œufs)  composition ionique des phases  présence obtenue dans les dilutions fécales d'agents tensioactifs.
  • 26. 1 Triturer dans un verre à pied conique 2 à 5g de selles dans 10 fois leur volume dans du tampon acéto-acétique à pH 5,5. 2. Laisser sédimenter 40 à 50 secondes. 3. Verser le liquide surnageant dans un tube à centrifuger. 4. Ajouter de l'éther sulfurique (1/3 du volume total de liquide) en prenant la précaution de laisser au moins un centimètre de hauteur vide dans le tube 5. Agiter vigoureusement jusqu'à émulsion complète après avoir bouché le tube avec le pouce. 6. Centrifuger immédiatement après l'émulsion 1 minute entre 1500 et 2000 t. 7 Jeter le surnageant et prélever le culot par capillarité avec une pipette Pasteur.
  • 27.  Cette méthode reste une bonne technique de routine avec une petite réserve en ce qui concerne les œufs légers (Ankylostomes et Douves en particulier).  Cette technique concentre bien les kystes (giardia, amibes) et les œufs (trichocephale) ainsi que les oocystes de cryptosporidies.
  • 28.  Lorsque les selles ne peuvent pas être observés dans un bref délai il est recommandé d'utiliser le M.I.F. Pour cela :  Mélanger dans un flacon bien bouché une partie de selles pour 10 parties de solution MIF  Bien agiter  Faire un examen direct : prendre une goutte de la solution obtenue après mélange et examiner entre lame et lamelle.
  • 29.  Si l'examen direct est négatif :  Mélanger à nouveau en agitant le flacon.  Laisser décanter  Verser le surnageant dans un tube à centrifuger.  Ajouter de l'éther sulfurique (1/3 du volume total de liquide) en prenant la précaution de laisser au moins un centimètre de hauteur vide dans le tube.  Agiter vigoureusement jusqu'à émulsion complète après avoir bouché le tube avec le pouce.
  • 30.  Laisser décanter deux minutes environ. L'émulsion doit rester stable.  Centrifuger immédiatement après l'émulsion pendant une minute à 2000 t.  Jeter le surnageant et prélever le culot par capillarité avec une pipette Pasteur.  si après deux minutes de décantation l'émulsion est instable (présence d'éther surnageant) il faudra ajouter un ml d'eau du robinet agiter et laisser décanter.  Cette opération pourra être répétée autant de fois que l'on constatera la présence d'éther surnageant.
  • 31.  Cette technique concentre bien les kystes de protozoaires, les œufs de grande douve, d'ascaris et de schistosome.  Sa première étape permet la coloration des protozoaires ainsi que leur conservation éventuelle
  • 32.  La concentration est obtenue en combinant la sédimentation par centrifugation et l'élimination des résidus de la digestion par l'action dissolvante de l'éther éthylique.  Réactifs :  Solution de formol à 10%  Solution d'éther éthylique
  • 33.  Technique :  Diluer une noisette de selles dans une solution de formol à 10%  Tamiser à l'aide d'une passoire avec des pores fins  Laisser sédimenter quelques secondes  Ajouter l'éther au 1/3  Agiter vigoureusement jusqu'à l'obtention d'une solution homogène  Centrifuger à 1500 tours/min pendant 2 minutes  Rejeter le surnageant  Examiner le culot entre lame et lamelle aux grossissements 10x puis 40x.  Cette technique concentre bien les kystes de protozoaires ainsi que les œufs d'ascaris et de schistosomes.
  • 35.  C'est une technique de décoloration des selles qui permet de distinguer rapidement au faible grossissement les œufs de parasites dans une préparation de selle rendue translucide.  Réactifs :  Glycérine 100 ml  Vert malachite à 3% 1 ml  Eau distillée 100 ml
  • 36.  Technique :  Découper des « lamelles » de cellophane en rectangles de 2 cm x 3cm.  Les rectangles de cellophane doivent séjourner au moins 24 heures dans la solution.  En cas d'examen différé les selles peuvent être conservées à + 4° c pendant quelques jours sans inconvénient.
  • 37.  Méthode qualitative :  Un petit poids de matières fécales (environ 30 mg) est déposé sur une lame de microscope ordinaire puis étalé sous forme de frottis épais. Celui-ci est recouvert d'un rectangle de cellophane imprégné de la solution.  La préparation est retournée puis écrasée sur une feuille de papier absorbant.  Les lames sont conservées 15 à 30 minutes à la température du laboratoire avant d'être examinées au microscope. (L'examen ne doit pas être retardé de plus de deux heures : les œufs de schistosomes et d'ankylostomes deviennent rapidement méconnaissables).
  • 38.  Méthode quantitative :  Nécessite l'utilisation de plaques de carton glacé ou de plastique percées d'un trou de diamètre constant. soit un carré de carton glacé de 0,26 mm d'épaisseur avec en son milieu un trou de 4,72 mm de diamètre ce qui donne un poids moyen de matière fécale égal à 10 mg (Ripert) soit une plaque de plastique de 1 mm d'épaisseur percée d'un trou de 6,5 mm de diamètre donnant un poids moyen de selles de 30 mg (Nozais)
  • 39.  si les selles renferment beaucoup de débris on aura intérêt à les tamiser quoiqu'il en soit la plaque perforée est appliquées sur une lame, le trou est rempli de selles tamisées.  La surface est arasée puis la plaque est retirée  Le prélèvement est étalé sous un rectangle de cellophane imprégné de la solution.  Examiner la totalité du prélèvement en comptant tous les œufs rencontrés.  Le nombre d‘œufs retrouvés pour chaque espèce est soit multiplié par 100 (Ripert) soit multiplié par 100 et divisé par 3 (Nozais) et ce pour obtenir une densité d' œufs pour un gramme de selles.
  • 40.  Indications : Tous les œufs et notamment S.mansoni ; Coccidies (oocystes, sporocystes).  Contre-indications : Protozoaires (trophozoîtes, kystes) ; Larves (souvent inidentifiables).
  • 42.  Elle utilise un appareillage simple constitué par un entonnoir de 12 cm d'ouverture et dont la tubulure porte un tube en caoutchouc fermé par une pince.  Mettre environ 15g de selles fraîches dans une passoire métallique tapissée selon la consistance de la selle par une ou deux couches de gaze.  Remplir l'entonnoir jusqu'au 1/3 de la hauteur avec de l'eau chaude (environ 45°)  Placer dans l'entonnoir la passoire contenant les selles dont la partie inférieure doit affleurer l'eau.
  • 43.  2 à 3 heures plus tard retirer du dispositif le liquide qui pourra être soit centrifugé à 1500 t/ mn pendant 5 minutes et permettre l'examen du culot au microscope, soit vidé dans une boite de pétri et examiné à la loupe binoculaire.  C'est une excellente technique pour la recherche des larves d'anguillules en mettant à profit l'hydrothermo-tropisme positif de ces dernières.
  • 44. N.B : les larves d'anguillule étant contaminantes cette technique doit être pratiquée avec le maximum de sécurité (port de gants en particulier).  Quelquefois d'autres parasites peuvent être observés : jeunes oxyures, Trichomonas, miracidium de schistosomes.
  • 46.  il s'agit d'une microtechnique d'enrichissement qui permet d'observer sur une petite surface beaucoup plus de sang que sur un frottis  Technique :  déposer une goutte de sang au centre de la lame  tourner régulièrement dans la goutte tout en l'étalant, pendant deux minutes, à l'aide de la pointe d'un vaccinostyle ou le coin d'une lame pour défibriner le sang.  Mettre la lame à l'abri des poussières et des mouches pendant 4 à 24 heures selon la température ou mettre à l'étuve à 38-40°C pendant 5 minutes.
  • 47.  Plonger la lame pendant 5 à 10 minutes dans un verre à pied contenant de l'eau du robinet jusqu'à ce que la préparation soit claire (hémolyse complète).  Retirer la lame et la laisser sécher à plat  Fixer par le méthanol  Colorer par une solution de Giemsa pendant 20 minutes  Rincer à l'eau, laisser sécher et examiner à l'immersion.
  • 48. Remarques : une technique plus simple consiste à recouvrir la lame de Giemsa dilué à raison d'une goutte par ml, laisser agir pendant 1 heure, laver à l'eau et sécher
  • 49.  Il existe de nombreuses techniques de concentration des microfilaires dont certaines très récentes. Ces techniques sont délicates rarement mise en œuvre, il faut donc utiliser une méthode facile. On peut conseiller la technique de Ho-Thi Sang et J. Petithory, appelée technique à la saponine  Réactifs : eau physiologique à 0,9%, solution de saponine à 2% (saponine pure 0,2 g, eau physiologique à 0,9 % 10 ml, conservation à +4 °C quelques jours).
  • 50.  Technique. Dans un tube transparent conique :  mettre 5 ml de sang (1 volume)  ajouter 10 ml d'eau physiologique à 0,9 % (2 volumes),  ajouter la solution de saponine goutte à goutte, boucher le tube et agiter par retournement plusieurs fois pour s'assurer que l'hémolyse est complète,  centrifuger 10 minutes à 2000 tours/ minutes,  verser le surnageant, essuyer les parois avec un mouchoir papier tortillé, lire la totalité du culot de centrifugation à l'objectif 10.
  • 51.  Si on note la présence de rares microfilaires (parfois une seulement enlever délicatement la lamelle, laisser sécher et colorer. Les microfilaires sont parfois altérés mais leur étude morphologique reste la plupart du temps réalisable.  Attention, les causes d'erreur sont nombreuse, en particulier avec les résidus textiles.
  • 52.  Le prélèvement de 20 ml est placé dans un tube à centrifuger.  Une première centrifugation s'effectue à 1500 t r/min pendant 10 minutes.  Le plasma est décanté, placé dans un tube à centrifuger et une deuxième centrifugation est effectuée dans les mêmes conditions.  Le plasma est à nouveau décanté et une troisième centrifugation est effectuée à 3000 &minute pendant 20 minutes.  Le culot est examiné après chaque centrifugation entre lame et lamelle.  C'est une bonne technique, facilement réalisable qui s'applique dans les mêmes conditions à un prélèvement de liquide céphalo-rachidien.
  • 53.  Sédimentation :  Laisser sédimenter les urines  Prélever 20 ml dans le fond du flacon  Centrifuger à faible vitesse dans un tube conique  Prélever 1 ml du culot de centrifugation et le verser dans un verre de montre  Examiner la préparation à la loupe ou entre lame et lamelle à faible grossissement.
  • 54.  Concentration :  Agiter le flacon de prélèvement  Prélever l0ml d'urine dans le fond du flacon et le verser dans un tube à centrifugation  Centrifuger pendant 2 minutes à 2000 tours par minute  Prélever le culot à l'aide d'une pipette pasteur, le verser dans un verre de montre.  Examiner la préparation à la loupe ou entre lame et lamelle à faible grossissement.  Lorsque l'examen est différé, les urines doivent être conservées en ajoutant 5 ml d'un liquide conservateur.
  • 55. Liquide conservateur Formol 10 ml Glycérine 10 ml Eau distillée 80 ml
  • 56.  Références : Coprologie parasitaire et fonctionnelle : Bailenger. Conduite des examens en parasitologie G Vougeot.$ Guide pratique du laboratoire de parasitologie : Tome 1 : Examens directs