Ce mémoire de recherche présente une étude sur la bilharziose causée par Schistosoma mansoni à Madagascar, visant à mettre en évidence la prévalence de cette parasitose dans la ville d'Antananarivo par des techniques sérologiques et parasitologiques. Il est structuré en plusieurs parties, incluant des généralités sur la malady, les méthodes utilisées pour le diagnostic, ainsi que les résultats obtenus et leur discussion. La schistosomiase reste un problème de santé publique majeur en raison de la forte morbidité qu'elle engendre, particulièrement dans les pays en développement.

1. Univ
FACU
DEPARTEMENT DE BIOC
MEMOIRE DE RECHER
MASTER
Parcours
Méthodes de
Schistosom
Soutenu publiquement le : 2
Président : Pr ANDRIA
Rapporteurs : -Dr RAMAR
-Pr RAJAO
Examinateurs :-Dr RAZAF
- Dr RAFA
iversité d’Antananarivo
CULTE DES SCIENCES
OCHIMIE FONDAMENTALE ET APPLI
ERCHE POUR L’OBTENTION DU DIPLO
TER II EN SCIENCES DE LA VIE
rs : Biochimie, Biodiversité, Sa
e diagnostic de la bilharziose
ma mansoni à Madagascar
Présenté par :
HABIB Azimdine
Maitre es Science
28 Avril 2016 devant le jury composé de :
IANTSIMAHAVANDY Abel
AROSON Roseline
ONATAHINA H.Davidra
AFIARIMANGA Zara Nomentsoa
ALIMANANTSOA SOLOFONIAINA A
LIQUEE
PLOME DE
Santé
se à
:
Armand

2. Dédicace
Je dédie ce mémoire
A mes chers parents, ma mère et mon père,
A mon tuteur,
Pour leur patience, leur amour, leur soutien et leur encouragement
A mes deux petites sœurs, Azma et Azra
A mes deux frères, Kaiss et Azir
A ma meilleure amie, RATSIMBA Miaja
Sans oublier tous mes enseignants que ce soit du primaire, du collège,
du secondaire ou de l’enseignement supérieur.
i

3. Remerciements
Avant tout, nous tenons à remercier Allah qui est le tout puissant qui nous a donné le
courage, la santé, la volonté et les possibilités de mener notre travail à terme.
Nos parents et notre tuteur qui ont fait de nous ce que nous sommes aujourd’hui grâce
à leur soutient et leurs aides morales et financières.
Nous remercions notre chère enseignante et encadreuse le Docteur RAMAROSON
Roseline qui nous a octroyé l’aide nécessaire pour réaliser notre recherche.
Nous remercions également les laborantines spécialisées dans le domaine de
l’immunologie et surtout pour la mise en évidence des anticorps anti-Schistosoma mansoni,
Madame RAZANAMIADANA Lalanirina Charline et Madame RAVAONINDRINA Marie
Françoise qui ont bien voulu accepter de nous encadrer pendant ce travail, pour leurs
disponibilités malgré leurs lourdes responsabilités, pour leurs aides, leurs conseils et leur
engagement tout au long de ce travail ;
Aux Professeur RANDRIANJAFISAMINDRAKOTROKA Nantenaine S. Chef de
Département du service immunologique, Professeur RAJAONATAHINA H.Davidra,
responsable UPFR Immunologique, au Major du service immunologique Madame
RASOAMANARIVO Clara Chantal pour nous avoir accueilli dans leur laboratoire afin de
réaliser notre ouvrage.
Aux Docteur RAFALIMANANTSOA SOLOFONIAINA Armand, chef de l’unité
Helminthiase de l’Institut Pasteur de Madagascar, Docteur RAVONIARINBININA Pascaline,
Institut Pasteur de Madagascar, unité Helminthiase également qui m’ont accueilli dans leur
laboratoire, m’ont encadré, m’ont consacré leur temps pour bien finir le présent travail.
Je suis honoré de remercier Monsieur le professeur ANDRIANTSIMAHAVANDY
Abel qui, malgré ses nombreuses et lourdes taches, a accepté de présider ce travail.
J’adresse mes sincères remerciements à Madame le Docteur RAZAFIARIMANGA
Zara Nomentsoa qui a bien voulu se rendre disponible afin de juger ce travail.
Tous les enseignants de la Faculté des Sciences de l’Université d’Antananarivo et de
l’Université des Comores, pour ces longues années d’étude passées ensemble.
ii

4. A tous ceux de près ou de loin, ont contribué à la réalisation de cet ouvrage, trouvez
ici, l’expression de ma grande reconnaissance et mes très vifs remerciements.
iii

5. SOMMAIRE
Dédicace……………………………………………………………………………………..i
Remerciements…………………………….…………………………………………………………ii
Glossaire ……………………………………………………………………………………………………………….………………v
Liste des tableaux………………………………………………………………………………………………………………...vii
Liste des figures…………………………………………………………………………………………………………………..viii
Liste des abréviations…………………………………………………………………………………………………………....ix
Introduction…………………………………………………………………………………………………………………………..1
Première partie : Généralités
I .La Bilharziose……………………………………………………………………………………………………………………..3
II. Histoire de la Bilharziose……………………………………………………………………………………………………3
III. Agent pathogène……………………………………………………………………………………………………………….3
IV. Cycle de vie de Schistosoma………………………………………………………………………………………………4
V. Pathologie………………………………………………………………………………………………………………………….6
V-1.Réponse immunitaire de la Schistosomiase…...…………………………………………………..…..6
V-2. Symptômes…...…………………………………………………………………………………………................7
V-2-1.Symptômes spécifiques…...……………………………..………………………………………………….8
VI. Epidémiologie…………………………………………………………………………………………………………………...8
VII. Diagnostic de la Schistosomiase………………………………………………..…………………………………….10
VII-1. Parasitologique……...………………………………………………………………...……………………...10
VII-2.Immunologique…………………..………………………………………………...…………………………10
VIII. Traitement de la Schistosomiase……………………………………………………………………………………10
Deuxième partie : Matériels et Méthodes
I-période et population d’étude : test ELISA..………..………………………………………………………………..11
II-paramètre d’étude……………………………………………………………………………………………………………12
III-Méthode…………………………………………………………………………………………………………………….……12
IV- Méthode Parasitologique………………………………………………………………………………………………. 16
IV-1 Méthode Kato-Katz…………….….…………………………………………………………………………..16
IV-2 Méthode MIF……………..………………………………………………………………………………………18
Troisième partie
Résultats……………………………………………………………………………………………………………………………...22
Discussion……..…………………………………………………………………………………………………………………….30
Conclusion et perspectives…………………………………………………………………………………………………...34
Références Bibliographiques.……………………………………………………………………………………………….35

6. Glossaire
Bilharziome ou schistosome : Vers adultes de la bilharziose
Bilharziose : Maladie causée par des vers hématophages (bilharziomes
ou bilharzies ou schistosomes) dont l’hôte intermédiaire est un mollusque d’eau douce et l’hôte
définitif est un mammifère dont l’homme
Céphalée : Maux de tête
Chromogène : Objet produisant de la couleur
Coecum : Dans le gros intestin, c’est la première partie du colon,
séparé de l’iléon par la valvule iléo-caecale (appelée aussi valvule de Bauhin), et qui forme un
diverticule chez certaines espèces
Dermatite : Inflammation de la peau
Dixène : Qualificatif des parasites dont le cycle évolue chez deux
hôtes : un hôte définitif qui héberge les formes adultes, et un hôte intermédiaire qui héberge des
formes larvaires.
Dysenterie : Maladie aigue ou chronique du gros intestin des humains,
caractérisée par des selles fréquentes et aqueuses, souvent mêlées de sang ou de mucus et
accompagnées de fortes crampes abdominales.
Fièvre des safaris : La fièvre des safaris ou fièvre de primo-invasion
bilharzienne est une réaction immunoallergique toxémique liée à la présence dans les vaisseaux
de l’organisme de cercaires infectantes
Furcocercaire ou cercaire : Larve à queue fourchue, stade infestante de l’homme
Gonochorique : Mode de reproduction, qui implique deux catégories
d’individus : mâle et femelle
Granulome : Petite tumeur ronde, formée de tissu conjonctif très
vasculaire, et infiltrée de cellules polymorphes.
Hématophage : Qui se nourrit du sang
Hématurie : Présence du sang dans les urines
Hépatomégalie : Augmentation anormale du volume du foie
Miracidium : Larve infestante du mollusque v

7. Morbidité : Maladie
Papule : Petit bouton qui apparait sur la peau
Prévalence : Nombre des cas de maladies qui surviennent dans une
population donnée à un instant t sans distinguer entre les cas nouveaux et les cas anciens
Promiscuité : Fait de vivre ensemble avec d’autres personnes dans un
petit espace
Pyurie : Présence de pus dans l’urine
Splénomégalie : Augmentation anormale du volume de la rate
Zone mixte : zone ou endroit où il ya la présence des deux type de
bilharziose (intestinale et urinaire)
vi

8. Liste des tableaux
Tableau 1: Exemple de comptage d’œufs par gramme de selles ..…..………….………..…19
Tableau 2 : Nombre de cas déclaré de février à juin 2015 (positifs ou négatifs)……..…..…23
Tableau 3 : Fréquence de la séropositivité selon le genre...…………...….……..…………..24
Tableau 4 : Fréquence des malades selon la tranche d’âge………………….………………25
Tableau 5 : Fréquence des malades selon la tranche d’âge et le genre …..…………………26
Tableau 6 : Nombre des malades selon les symptômes ….……...………………………….28
Tableau 7 : Cas des malades selon leurs statuts…………..……………………………....…29
Tableau 8 : Résultats parasitologiques des patients…….…………….…….……………….30
vii

9. Liste des figures
Figure 1 : Vers adultes de la bilharziose chez l’hôte définitif………………………..……….5
Figure 2 : Schéma illustrant le cycle biologique des schistosomes...……………...………….5
Figure 3 : Répartition géographique des bilharzioses à Madagascar……………...…….……9
Figure 4 : Quelques étapes de l’ELISA…….….…………………………………………….15
Figure 5 : Répartition des malades selon la tranche d’âge et le genre..……………………..25
Figure 6 : Œuf de S.mansoni observé après préparation par la méthode Kato-Katz……….. 29
viii

10. Liste des abréviations
Ac: Anticorps
ADCC: Antibody Dependent Cellular Cytotoxicity
Ag: Antigène
CHU-HJRA: Centre Hospitalier Universitaire-Hôpital Joseph Ravoahangy
Andrianavalona
D.A : Douleurs Abdominales
DAF: Decay Accelarating Factor
DC: Cellule dendritique
ELISA: Enzyme linked Immunosorbent Assay
H.pylori : Helicobacter pylori
HTA : Hyper Tension Artérielle
IPM : Institut Pasteur de Madagascar
L.C.R : Liquide Céphalo Rachidien
M.F : Matières Fécales
MIF : Merthiolate-Iode-Formol
NTU: Unité Novatec
OMS: Organisation mondiale de la santé
RCA : Renseignement Clinique Absent
RIA: Radio Immuno Assay
S. haematobium: Schistosoma haematobium
S.G.S : Selles Glaireuses Sanguinolentes
S.M.F : Selles Molles Fréquentes
S.mansoni: Schistosoma mansoni
S.R : Sans Renseignement
TMB: 3, 3’, 5, 5’-tetramethyl benzidine ix

11. Introduction

12. 1
Introduction
La schistosomiase (bilharziose) est l’une des maladies infectieuses fréquentes et
mortelles pour lesquelles il existe des moyens de lutte efficace et bien tolérés. Elle reste
néanmoins un problème de santé publique dans le monde, plus particulièrement dans les pays
en développement (Afrique, Amérique du Sud, Moyen Orient, Extrême Orient…) (OMS,
2016) et est toujours présente à Madagascar. C’est la seconde endémie parasitaire mondiale
après le paludisme (Michels, 2015). L’OMS estime à plus de 700 millions le nombre de sujets
exposés au risque de la maladie dans les pays d’endémie et à plus de 207 millions le nombre
de sujets infectés dans le monde (OMS, 2010).Cette très forte morbidité en particulier dans
les pays les plus pauvres notamment dans les communautés démunies qui n’ont pas accès à
l’eau potable et à un assainissement satisfaisant, s’explique par la conjonction d’un ensemble
de facteurs : promiscuité, dénutrition, analphabétisme, et une infrastructure médicale
insuffisante (Steinmann et coll., 2006). La morbidité observée chez les populations humaines
infestées est essentiellement liée à la fécondité du parasite femelle dont les œufs, pondus par
centaines chaque jour, sont piégés dans de nombreuses muqueuses et tissus formant des
granulomes (Partnership for Parasite Control, 2002). Selon l’OMS, les bilharzioses sont
endémiques dans soixante-seize pays dans le monde (OMS, 2013) et la grande majorité
(85 %) vit en Afrique. Ces parasites étant très fréquents dans les eaux douces, les populations
qui courent le plus grand risque sont les pêcheurs, les agriculteurs, les femmes et les enfants.
A Madagascar, les schistosomes se rencontrent de façon endémique pratiquement sur
tout le territoire où la population paysanne est estimée à 80% (KANERELAND, 2011). Sur
une population de 19 millions d’habitants, près de 10 millions sont exposés au risque de
contracter une ou plusieurs maladies tropicales négligées.
Deux formes de schistosomiase sont endémiques à Madagascar. La première, la
schistosomiase intestinale, est endémique dans le sud et l’Est du pays. L’infection est
transmise par des vers qui infestent les vaisseaux sanguins de la paroi de l’intestin. La
deuxième forme, la schistosomiase urinaire, est endémique dans le nord et l’ouest du pays. La
schistosomiase sévit dans 95 des 111 districts, avec un taux national de prévalence estimé à
31 %. Cette situation fait de la schistosomiase un problème majeur de santé publique à
Madagascar (OMS, 2008).
Le travail réalisé au centre hospitalier universitaire HJRA d’Antananarivo et au
laboratoire central de la bilharziose à l’Institut Pasteur de Madagascar, est une étude qui a

13. 2
comme objectif principal, la mise en évidence de la verminose (schistosomiase intestinale)
dans la ville d’Antananarivo par des techniques sérologiques et parasitologiques.
Ainsi, la présente étude comporte trois parties à savoir: l’étude bibliographique qui
portera sur une description générale des schistosomiases ; les matériels et méthodes qui
définiront l’approche méthodologique adoptée pour l’identification de la maladie, et enfin, les
résultats et discussion sur l’identification de la schistosomiase.

14. Première partie : Généralités
sur la Schistosomiase

15. 3
Généralités
I. La bilharziose
Les schistosomiases ou bilharzioses sont des maladies parasitaires dues à des vers
trématodes (Schistosomes) à tropisme urinaire ou fécale transmises par des hôtes
intermédiaires appelés mollusques présents dans les eaux douces (Isabwe et coll., 2012).
L’OMS estime qu’en 2011, au moins 243 millions de personnes avaient besoin d’un
traitement contre cette infection, 90% d’entre elles vivant en Afrique (OMS 6e
édition, 2012).
II. Histoire de la bilharziose
L’existence de la bilharziose à Schistosoma haematobium a été établie par la
découverte d’œufs calcifiés dans la vessie d’une momie égyptienne de la XXe dynastie (plus
de 1000 ans avant Jésus Christ). Au moyen-âge, les médecins arabes parlent de « pissements
de sang » des caravaniers revenant de Tombouctou. Les hématuries ont été également
signalées par les chirurgiens qui accompagnent Bonaparte en Egypte. Au XVIIe siècle, la
traite des noirs vers les colonies espagnoles et portugaises d’Amérique permet l’introduction
de S. mansoni dans le nouveau monde. En 1852, Theodor Bilharz découvre et décrit S.
haematobium. En 1904, Manson décrit les œufs de S. mansoni tandis que Katsurada, au Japon,
découvre S. japonicum. Enfin en 1934, Fisher au Zaïre, a découvert S. intercalatum.
Schistosoma mekongi a été isolé au Laos en 1978 (De Gentile et coll., 1996).
A Madagascar, selon F.Legendre et Razafinjato, celui qui aurait le premier découvert
la bilharziose intestinale, serait le Docteur M.Cloitre, médecin de l’assistance publique à
Fianarantsoa. C’est seulement en 1918 qu’a été publié pour la première fois par G.Gerard, 3
cas de bilharziose intestinale observé à Diego-Suarez, chez des tirailleurs originaires du Sud
de l’Ile : Betroka, Fort-Dauphin (Adam, 1934).
III. Agent pathogène (Racine et Massiré, 2003)
Les schistosomes sont des Plathelminthes trématodes gonochoriques appartenant à la
famille des Schistosomatidae et au genre Schistosoma. Le cycle biologique de développement
de ces schistosomes passe obligatoirement par un mollusque gastéropode pulmoné d’eau

16. 4
douce (hôte intermédiaire) appartenant à la famille des Planorbidae (Sous-famille des
planorbinae) pour S.mansoni et des Bulinidae (Sous-famille des Bulinae) pour
S.haematobium. L’hôte définitif des schistosomes peut être un homme ou un animal. Les
schistosomes sont hématophages (ZUSSMAN et coll., 1970) et vivent dans le système
veineux mésentérique ou splanchnique de leur hôte.
IV-Cycle de vie de Schistosoma.
Le cycle de développement des schistosomes est dixène. Il comprend un hôte
intermédiaire (mollusque, Biomphalaria pfeifferi à Madagascar pour S.mansoni), chez lequel
se déroule la phase asexuée de la reproduction du parasite et un hôte définitif chez qui s’opère
la partie sexuée de la reproduction du parasite. L'homme s'infecte par le contact avec l'eau
infestée par les furcocercaires (figure 2). Ces derniers s'attachent à sa peau et lorsque celle-ci
sèche, ils pénètrent activement dans l'épiderme grâce aux secrétions protéolytiques produites
par les glandes qu'elles possèdent. A ce moment, ces larves perdent leur queue et seront
nommées schistosomules. En une demi-heure, les schistosomules migrent dans les tissus
sous-cutanés et parviennent dans les veinules et les capillaires lymphatiques qui ouvrent la
voie à la grande circulation veineuse et aux poumons, où elles se trouvent temporairement
bloquées (3-4 jours) à cause de leur taille. De là, elles vont gagner le foie par la voie sanguine
ou par effraction (trajet transtissulaire).La phase migratoire dure au total 10 à 21 jours. Ces
schistosomules qui atteignent les veinules, portes intra-hépatiques, vont pouvoir poursuivre
leur développement jusqu'à la différenciation, la maturité sexuelle (en 3 semaines environ) et
l’accouplement (figure 1). Dans les veinules portes intra-hépatiques, les vers adultes
accouplés se déplacent à contre courant vers les lieux de ponte (plexus péri-vésical ou plexus
hémorroïdal). Arrivée dans les veinules des plexus, la femelle quitte le mâle pour s'engager
dans les fines ramifications veineuses des parois vésicales ou intestinales, et remonter jusqu'à
la sous-muqueuse où elle commence sa ponte. La femelle dépose ses œufs dans une veinule
distendue : ils y restent emprisonnés lorsque la femelle se retire. Ces œufs percent, à l'aide
d'enzymes lytiques, la paroi veineuse et les tissus péri vasculaires, puis passent activement
dans les tissus de la paroi intestinale ou urétéro-vésicale, selon les espèces, pour atteindre la
lumière intestinale ou la cavité vésicale, et être disséminés dans la nature avec les selles ou
les urines 1 à 3 mois après l'infestation. La durée de vie de schistosomes chez l'homme a été
estimée de 2 à 18 ans ; voire jusqu'à 20 ou 30 ans selon l’espèce schistosomienne (Wilkins,
1987 ; Serge, 2001;Charles et King, 2009 ; Dreyfuss et Rondelaud, 2011). Une personne
infectée peut héberger 10 à 1 000 vers (Gryseels et De Vlas, 1996).

17. Figure 1: Vers adultes de bilharziose chez l’hôte définitif (Source : Boorée P., 1992)
Figure 2 : Schéma illustrant le cycle biologique des schistosomes (source :
Books.openedition.org)

18. 6
V-Pathologie
Les manifestations pathologiques observées au cours de l’infection par S. mansoni
sont essentiellement liées à la formation de granulomes autour des œufs piégés dans les tissus.
Le granulome est la conséquence d’une réaction inflammatoire de type hypersensibilité
retardée, provoquée par le dépôt des œufs dans le tissu hépatique, se traduisant par un afflux
de cellules inflammatoires telles que les éosinophiles, les macrophages et les lymphocytes.
Ces cellules sont progressivement remplacées par des fibroblastes producteurs de protéines
matricielles (collagène) dont l’accumulation va constituer un nodule fibreux. L’évolution en
fibrose cicatricielle génère une hypertension portale responsable de l’hépatomégalie. Une
circulation collatérale peut se développer, avec formation de varices œsophagiennes, dont la
rupture peut provoquer des hémorragies mortelles (Warren, 1967).
V-1.Réponse immunitaire au cours de l’infection
Les parasites de la bilharziose sont présents sous deux formes différentes où les vers
adultes sont responsables de l'immunité alors que les œufs sont à l’origine de la pathologie
(Serge, 2011).
V-1.1-Immunité humorale
Cette immunité est assurée principalement par les Anticorps de type IgE. Par contre
les Anticorps de type IgG4 sont non protecteurs et favorisent plutôt l’infection. Après le
traitement par le Praziquantel il y a une libération massive d’Antigènes qui entraîne une
augmentation considérable de la production des IgE et IgG1 et une diminution des IgG4
(Grogan et coll., 1998). L’association des taux élevés d’IgE spécifiques avec les Antigènes
larvaires et de vers adultes et les niveaux d’infections faibles suggèrent que les mécanismes
immunitaires faisant intervenir les IgE sont importants dans la protection de l’homme contre
l’infection par S. hæmatobium (Hagan et coll., 1991) et S. mansoni (Rihet et coll., 1991).
Certaines études suggèrent que les Anticorps dirigés contre les vers affecteraient également la
ponte ovulaire engendrant une baisse significative du nombre d’œufs éliminés dans les urines
(Agnew et coll., 1993).

19. 7
V-1.2-Immunité cellulaire
Dans cette immunité, le mécanisme effecteur consiste dans la destruction des
schistosomules par une réaction d'immunité cellulaire dont les cellules effectrices sont surtout,
selon J.P Revillard ( Revillard,1998), les lymphocytes, les éosinophiles, mais aussi les
macrophages, les plaquettes sanguines et même les neutrophiles et les basophiles agissant
toutes sous le contrôle de cytokines spécifiques. Les éosinophiles, les plaquettes, et les
macrophages jouent un rôle dans cette immunité notamment par le mécanisme ADCC (Wynn
et Hoffmann, 2000)
Bien que les vers adultes soient intra-vasculaires et par conséquent entourés
d'anticorps (Revillard, 1998), ils disposent des mécanismes d'échappement et d’adaptation,
qui leurs permettent d'esquiver l'attaque immunitaire comme:
La résistance au complément par le captage et l'incorporation dans leur cuticule de
DAF (Decay Accelarating Factor) de l’hôte ;
L’échappement à la reconnaissance suite au développement, par les parasites, de
différents procédés de dissimulation, de diversion ou de modifications séquentielles de leurs
antigènes ;
L’action sur les réponses immunitaires de l'hôte par des mécanismes de suppression
ou d'inactivation de la réponse immunitaire de l'hôte.
Ces différents mécanismes de déguisement immunologique des schistosomes ne
seront efficaces que 4 jours voir plus après l'infection par les cercaires.
V-2.Symptômes
Les bilharzioses évoluent en trois phases. Les deux premières sont les phases initiales
et d’invasion, qui correspondent, respectivement, au passage des furcocercaires à travers la
peau et à leur migration dans l’organisme. Elles se caractérisent par des manifestations
communes à toutes les bilharzioses et plus ou moins marquées selon l’espèce de schistosome.
Dans la troisième phase, dite d’état, les symptômes varient selon la localisation des vers
adultes (Klotz et coll., 1991 ; Klotz et Debonne, 1992).

20. 8
- Le passage transcutané du parasite provoque une inflammation de la peau : la dermatite
cercarienne, qui apparaît en général après 24 heures. Celle-ci peut passer inaperçue ou se
traduire par une éruption de taches rouges (macules) et de papules avec des démangeaisons
(prurit). Ces signes disparaissent spontanément en quelques jours (Ross et coll., 2007).
- La phase d’invasion débute de deux à six semaines après la pénétration du parasite dans
l’organisme et, comme la précédente, peut être asymptomatique. Dans le cas contraire, elle se
traduit par des réactions de type allergique avec une fièvre habituellement modérée « la fièvre
des safaris » (Huve et Girard 1989), des sueurs nocturnes, des céphalées, une toux, des
difficultés respiratoires, une diarrhée, une urticaire, des douleurs musculaires (myalgies)
(Klotz et coll., 1990). Dans certains cas, une augmentation de volume du foie (hépatomégalie)
et de la rate (splénomégalie) peut être mise en évidence à l’examen par le médecin (Klotz,
1988).
- Au cours de la phase d’état, le malade présente des signes spécifiques au type de bilharziose.
V-2-1- Symptômes spécifiques
- La bilharziose intestinale se manifeste par des douleurs abdominales, une dysenterie avec
des selles contenant du sang et du mucus. Il existe parfois d'autres troubles digestifs : une
perte d’appétit (anorexie), des vomissements et des nausées. Sa gravité est liée à l’atteinte du
foie et de la rate. Lorsque la parasitose évolue, des signes cliniques apparaissent : une
hépatomégalie, une accumulation de liquide dans la cavité péritonéale (ascite) résultante
d’une hypertension permanente dans les vaisseaux sanguins de l’abdomen.
- La bilharziose uro-génitale commence par une inflammation de la vessie (cystite) avec des
douleurs et des difficultés lors des mictions (dysurie) et des urines sanglantes (hématurie).
Lorsque les œufs des parasites sont dans les voies génitales, ils entraînent notamment des
saignements vaginaux, des douleurs pendant les rapports sexuels chez les femmes, et une
atteinte du scrotum, de la prostate et des vésicules séminales chez les hommes (OMS, 2013).
VI-Épidémiologie
La zone de prévalence de la schistosomiase se situe dans les régions tropicales et
subtropicales, notamment dans les communautés démunies qui n’ont pas accès à une eau

21. potable. Au moins 258 millions de personnes avaient besoin d’un traitement en 2014 contre
la schistosomiase (OMS, 2016).
A Madagascar, S.mansoni sévit sur la côte Est, le Sud et les hautes terres centrales de
l’Ile pendant que S. haematobium se développe sur la cote Ouest (voir figure : 3)
(KANERELAND, 2011).
La schistosomiase touche plus particulièrement les agriculteurs et les pêcheurs.
Lorsque les femmes accomplissent leurs tâches domestiques dans de l’eau infestée, lavage du
linge par exemple, elles sont également exposées au risque. Le manque d’hygiène et les jeux
rendent les enfants particulièrement vulnérables.
Avec le développement de l’écotourisme, un nombre croissant de touristes contractent
la schistosomiase. Nous pouvons alors observer des infections aiguës sévères et des
problèmes inhabituels pouvant aller jusqu’à une paralysie. (WHO Media centre, 2011)
Figure 3 : Répartition géographique des bilharzioses à Madagascar (source : Ministère
de la santé, 2012)
Zone mixte

22. 10
VII- DIAGNOSTIC DE LA SCHISTOSOMIASE
A part les signes cliniques et les signes biologiques de présomption (hématurie,
hypereosinophilie sanguine) la schistosomiase peut être identifiée par différents procédés :
VII-1 Diagnostic parasitologique:
Le diagnostic de la bilharziose est en principe parasitologique. Les œufs de
schistosomes sont recherchés dans :
Les urines (cas de S.haematobium) : après concentration par sédimentation simple,
centrifugation ou filtration.
Les selles (S.mansoni et autres) : par examen des selles à frais (frottis simple), par la
technique de KATO-KATZ, par la méthode de RITCHIE (Serge, 2011).
VII-2 Diagnostic immunologique :
Il a pour but de mettre en évidence la présence d'antigènes bilharziens, des
modifications immunologiques non spécifiques ou encore des réactions spécifiques
d'immunité humorale (anticorps) ou cellulaire.
Pour ce faire, différents tests sérologiques sont utilisés, à savoir :
l'immunofluorescence, l'immunoélectrophorèse, l'hémagglutination passive, le R.I.A. et
surtout l'ELISA qui atteint un degré élevé de sensibilité et de spécificité à condition d'utiliser
l'antigène approprié (Ambroise et coll., 1981).
M. Ziado Satti (Ziado, 1996) a montré la possibilité d'utiliser une méthode basée sur
la mesure du taux d'histamine libérée en réponse à l'infection, et selon les différents degrés
d'exposition chez l’homme.
VIII-Traitement de la schistosomiase
La lutte contre la schistosomiase impose une stratégie globale comprenant le
traitement à grande échelle des populations à risques, l’accès à l’eau potable, l’amélioration
de l’assainissement, l’éducation sanitaire des populations ainsi que la lutte contre l’hôte
intermédiaire, le mollusque (OMS, 2013).Un médicament antiparasitaire est efficace pour
traiter l’infection : le praziquantel, (Biltricide ®) actif sur tous les schistosomes, il est sous

23. 11
forme de comprimés (Boisier, 1998). La guérison peut être complète lorsque le traitement est
pris à un stade précoce de la maladie. Les éventuelles complications de la maladie doivent
être également traitées.

24. Deuxième partie: Matériels et
Méthodes

25. 12
Matériels et Méthodes
Le présent travail a été réalisé au service d’Immunologie de l’Hôpital Joseph
Ravoahangy Andrianavalona d’Antananarivo pour le test sérologique (ELISA) et au
laboratoire central de la bilharziose de l’Institut Pasteur de Madagascar pour le test
parasitologique.
I-Période et population d’étude : test ELISA
Il s’agit d’une étude prospective effectuée pendant une période de 5 mois allant du 17
février au 30 juin. La population cible est constituée de patients dont leurs données cliniques
laissent penser à une atteinte de bilharziose intestinale. Ainsi sont retenus dans l’étude, les
patients enregistrés (extérieurs ou hospitalisés) pour recherche d’Anticorps(Ac) anti-
Schistosoma mansoni.
L’insuffisance des données enregistrées ne nous a pas permis de faire une étude
socio-économique approfondie.
II-Paramètre d’étude
II.1-Cas de bilharziose intestinale : Cas positif
C’est le nombre de cas avec présence d’Ac anti-Schistosoma mansoni à l’examen
sérologique par E.L.I.S.A.indirect.
II.2-Matériels utilisés
II.2.1-Réactifs fournis
Puits revêtus de Schistosoma mansoni : 12 barrettes de 8 puits sécables revêtus de
S.mansoni en sachets d’aluminium réformable (Novatec immundiagnostica GmbH,
même référence sur tous les réactifs fournis)
Diluant pour échantillon IgG : 1 flacon contenant 100ml de tampon pour la dilution de
l’échantillon ph 7.2
Solution d’arrêt : de l’acide sulfurique (0.2mol/l)
Solution de lavage (concentré x 20) ph 7.2
Conjugué protéine A marqué à la peroxydase de raifort
Solution de substrat TMB : (TMB : 3,3’, 5,5’-tetramethyl benzidine)

26. 13
Contrôle positif IgG S.mansoni
Contrôle seuil (cut off) IgG S.mansoni
Contrôle négatif IgG S.mansoni
II.2.2-Matériels fournis
Support de plaque
Couvercle autocollante
II.2.3-Matériels et équipements requis
Lecteur de microplaque E.L.I.S.A.ou spectrophotomètre à 450/650nm (Fast Reader S
800)
Incubateur (IPS, diagnostic Pasteur)
Laveur manuel ou automatique pour le lavage des puits
Micropipettes (P10, P100, P1000)
Mélangeur vortex (Réamix 2789)
Agitateur (IKA-SCHUTTLER MT 52)
Eau desionisée ou distillée
Tubes jetables
Chronomètre
III-Méthode
Notre étude est basée sur la recherche d’anticorps anti-Schistosoma mansoni dans des
échantillons de sérum de patients soupçonnés d’avoir attrapé la bilharziose intestinale par la
technique immuno-enzymatique E.L.I.S.A (Enzyme-Linked Immunosorbent Assay).
La méthode immuno-enzymatique E.L.I.S.A est un dosage immuno-enzymatique sur
support solide. Cette méthode est principalement utilisée en immunologie pour détecter la
présence d'anticorps (Ac) ou d'antigènes (Ag) dans un échantillon.
L'ELISA est une technique utilisant un ou deux anticorps. L'un de ceux-ci est
spécifique de l'antigène, tandis que l'autre réagit aux complexes immuns (antigène-anticorps)
et est couplé à une enzyme. Cet anticorps secondaire, responsable du nom de la technique,
peut aussi causer l'émission d'un signal par un substrat chromogène ou fluorogène.

27. 14
L'ELISA pouvant être utilisé tant pour évaluer la présence d'un antigène que celle d'un
anticorps dans un échantillon, c'est un outil efficace à la fois pour déterminer des
concentrations sériques d'anticorps (comme pour le test de la bilharziose ou le virus du Nil),
que pour détecter la présence d'un antigène. Il a également trouvé des applications dans
l'industrie alimentaire, pour détecter des allergènes alimentaires, comme le lait, les
cacahuètes, les noix et les œufs. C'est un test simple, facile d'emploi et peu coûteux. Il est
limité par la disponibilité en anticorps spécifique.
Cette technique comporte 7 étapes:
- la fixation de l’antigène : des antigènes spécifiques aux anticorps recherchés sont fixés dans
les puits.
- la saturation de la plaque par des protéines de saturation : cette saturation permet de remplir
les espaces non occupé par les antigènes.
- la fixation d’anticorps spécifiques : de l’échantillon biologique contenant les anticorps à
doser est ajouté dans les puits induisant la formation d’un complexe immun (Ag-Ac).
- la fixation du conjugué : ceci est un composé couplé à une enzyme qui va se fixer sur le
complexe immun.
- l’addition du substrat : le substrat est chromogène c'est-à-dire, en se fixant sur l’enzyme, il
est dégradé et donne un produit coloré.
- l’arrêt de la réaction : l’arrêt est assuré par l’ajout d’un acide.
- la lecture de la densité optique au spectrophotomètre. Entre les étapes, des procédures de
lavage sont obligatoires sauf après l’ajout du substrat.
Pour notre cas, nous avons commencé par la fixation d’anticorps spécifiques (figure :
4). En effet, les puits des barrettes utilisés ont été déjà revêtus d’antigènes de Schistosoma
mansoni et également saturés.
L’utilisation des kits ELISA pour les réactifs a permis de réduire le temps de
manipulation.

28. Figure 4 : Quelques étapes de l’ELISA (Source : www.acces.ens-lyon.f)
III.1-Principe du dosage
La détermination immunoenzymatique qualitative des Ac IgG anti Schistosoma
mansoni est basée sur la technique E.L.I.S.A.
Les puits des barrettes de microtitrations sont revêtus d’Ag de Schistosoma mansoni
pour lier les Ac correspondant de l’échantillon. Apres lavage des puits pour éliminer
l’échantillon non lié, le conjugué protéine A marqué à la peroxydase du Raifort (HRP) est
ajouté. Ce conjugué se lie aux complexes Ag-Ac. Le complexe immun est visualisé en
ajoutant le substrat de tetramethyl benzidine(TMB) qui donne un produit de réaction bleu.
L’intensité de ce produit est proportionnelle à la quantité d’Ac IgG spécifique de S.mansoni
dans l’échantillon du patient. De l’acide sulfurique est ajoutée pour arrêter la réaction. Ceci
produit une couleur jaune. L’absorbance à 450nm est lue en utilisant un lecteur de
microplaque E.L.I.S.A.
III.2-Procédé
Avant le dosage, tous les échantillons doivent être dilués au 1/100 avec le diluant pour
échantillon IgG. En effet, dans des tubes à essais, 10µl de sérum sont dilués dans 1000µl du
diluant.
III.3-Mode opératoire
Dans les puits des barrettes, il faut laisser :
Un puits pour contrôle négatif

29. 16
Un puits pour contrôle seuil (cut-off), et
Un puits pour contrôle positif.
Apres avoir dilué les échantillons avec le diluant IgG, la première étape consiste à
mettre 100µl de contrôle et d’échantillon dans les puits respectifs. L’ensemble est incubé
pendant 1 heure +/- 5min à 37°C.
A la fin de l’incubation, le couvercle est enlevé et le contenu des puits est aspiré.
Ensuite, les puits sont lavés 3 fois avec 300 à 350 µl de solution de lavage. Les débordements
des puits de réaction sont à éviter. Le temps de trempage entre chaque cycle de lavage devrait
être supérieur à 5 secondes. A la fin du lavage, le liquide restant est enlevé soigneusement en
tapotant les barrettes sur du papier absorbant.
Après lavage, 100µl du conjugué protéine A sont ajoutés dans tous les puits. Ensuite,
ces derniers sont incubés pendant 30min à température ambiante.
Apres incubation, les puits sont lavés dans les mêmes conditions que la première.
Par la suite, 100µl de la solution de substrat TMB sont versés dans tous les puits, suivi
d’une incubation de 15min à température ambiante dans l’obscurité. Une coloration bleue
apparait dans les puits où il y a eu la formation du complexe immun.
Enfin, la réaction est stoppée par le remplissage de 100µl de solution d’arrêt dans tous
les puits (la couleur bleue développée pendant l’incubation devient jaune).La densité optique
est lue par le passage des puits au spectrophotomètre ELISA à 450nm.
III.4-Interprétation des résultats
Les résultats sont interprétés en unité Novatec (NTU) en utilisant la formule suivante :
NTU=valeur d’absorbance du patient x10
Valeur Seuil
En effet, après passage des microplaques au spectrophotomètre, les valeurs NTU
d’absorbance des sérums sont calculées puis comparées à une fourchette de valeurs prise
entre 9 et 11.
Ainsi, des échantillons sont considérés positifs, si après calcul, la NTU trouvée est
supérieure à 11(> 11).

30. 17
Des échantillons sont considérés négatifs, si la NTU est inférieure à 9(<9).
Des échantillons avec une NTU comprise entre 9 et 11 ne peuvent pas être considérés
comme clairement positifs ou négatifs. C’est la zone grise ou douteuse.
Si la NTU est dans la zone grise, il est conseillé de refaire le dosage 2 à 4 semaines
après avec un échantillon frais. Si les résultats du deuxième dosage sont encore dans la zone
grise, l’échantillon doit être considéré comme négatif.
IV-Méthode parasitologique :
L’étude a été réalisée pendant une période de un (01) mois allant du 18 janvier au 18
février 2016. Deux techniques sont utilisées pour la recherche d’œufs de S.mansoni :l’une
quantitative et l’autre qualitative.
IV.1-Méthode quantitative : méthode de Kato-Katz
a) Définition
La technique Kato-Katz est une méthode quantitative d’examen des selles. Il s’agit
d’un frottis fécal épais sous cellophane.
b) Matériels
Spatule
Gabagarit ou plaque perforée pouvant contenir 41,7mg de matières fécales (m.f)
Tamis en nylon
Cellophane mouillable 30 x 22mm, préalablement trempée pendant au moins 24H
dans du réactif pour Kato
Agitateur en verre ou tige en bois
Pince Kocher
Papier Kraft
Lame-porte objet
microscope

31. 18
c) Réactif
Le réactif est une solution Kato qui est un mélange de glycérol 50%, de vert Malachite
en solution aqueuse et d’eau distillée. Cette solution permet d’éclaircir un étalement épais de
selles.
c-1) Préparation de la solution Kato-Katz
c-1.1) Préparation de la solution de vert malachite à 3%
D’abord, 3g de poudre de vert malachite sont pesés et versés dans un flacon.
Ensuite, le flacon est complété à 100ml avec de l’eau distillée. A la fin de la préparation de la
solution, le flacon est bouché puis étiqueté.
c-1.2) Préparation de la solution Kato proprement dite
Premièrement, 1ml de solution de vert malachite à 3% est versé dans un flacon.
Apres, du glycérol est ajouté à 100ml. Ensuite, le tout est complété avec 100ml d’eau distillée.
Enfin, le flacon est bouché et mélangé soigneusement.
d) Mode opératoire de la technique Kato-Katz
La première étape consiste à prélever un échantillon de selles avec une tige de bois et à
le déposer sur le bout de papier Kraft. Puis, l’échantillon de selles est passé à travers le tamis
pour éliminer les débris inutiles en grattant avec la spatule.
Après, les matières fécales (M.F.) tamisées sont portées sur le gabarit posé à plat au
milieu d’une lame porte-objet, pour remplir entièrement l’orifice du gabarit.
Ensuite, au niveau de la face supérieure du gabarit, les M.F. sont arasées avec la
spatule pour enlever le surplus avant de retirer le gabarit.
Puis, la cellophane (préalablement mouillé pendant 24H à la solution de Kato) est
placée sur l’échantillon de M.F. qui est étalé uniformément sous celle-ci en pressant
doucement dessus une autre lame.
Enfin, la préparation est laissée au repos pendant au moins 1 Heure puis observée sous
microscope optique avec l’objectif x 10. Le nombre d’œufs de S.mansoni est compté.

32. 19
e) Interprétation des résultats
Les résultats sont donnés en nombre d’œufs/g (OPG) de matières fécales. Pour cela,
le nombre d’œufs observés est multiplié par 24, l’orifice du gabarit contenant 41,7mg de M.F.
Calcul du nombre d’œufs par gramme de selles :
41,7mg de selles X (œufs)
Or le nombre d’œufs est donné en gramme de selles
Alors, pour 1g, x=1g /417x10-4g
X=24
Ainsi, le nombre d’œufs observé dans un gramme de selles est multiplié par 24 (voir exemple,
tableau 1)
Tableau 1 : Exemple de comptage d’œufs par gramme de selles
Nombre
sur lame
OPG
Nombre
sur lame
OPG
Nombre
sur lame
OPG
Nombre
sur lame
OPG
1 24 4 96 7 168 10 240
2 48 5 120 8 192 11 264
3 72 6 144 9 216 12 288
IV.2-Méthode qualitative : la méthode Merthiolate-Iode-Formol(MIF)
a) Définition
La technique MIF est une méthode qualitative d’examen des selles. Le Merthiolate-
iode-formol est un milieu conservateur qui permet de faire une lecture en différé. Ce milieu
colore les œufs, les noyaux et les larves en rouge facilitant ainsi le diagnostic.
b) Matériels
Tubes à hémolyse
Tubes à centrifuger
Portoirs
Agitateurs en verre ou tiges de bois
Pipette Pasteur
Lames-Lamelles
Centrifugeuse
Microscope

33. 20
Ballon
Eprouvette graduée
Balance de précision
Flacon en verre brun
c) Réactifs
Solution-mère de Merthiolate-formol
Lugol frais à 5%
Ether
Teinture de Merthiolate
Formol
Glycérine
Iode bisublimé
Iodure de potassium
Eau distillée
d) Préparation de la solution mère
Le réactif MIF permet la fixation, la coloration et la conservation des prélèvements
des selles.
d-1) Méthode de préparation du réactif
La préparation du réactif MIF comprend deux étapes : la préparation d’une solution
mère de MIF et la préparation de Lugol frais à 5%.
d-1.2) Solution mère de Merthiolate-formol
Deux cent millilitre de teinture de Merthiolate à 1°/°° sont mélangées avec 25ml de
formol, 5ml de glycérine et 25O ml d’eau distillée.
Si l’on ne dispose pas de teinture de Merthiolate 1°/°° du commerce, la poudre de
Merthiolate (0.1g) est mélangé avec 52.5ml d’alcool 90°,10ml d’acétone, 0.1g de
monoethalamine, 100ml d’eau distillée et 1 à 2g d’éosine. Ainsi vous obtenez la teinture.

34. 21
d-1.3) Lugol frais à 5%
La préparation nécessite 5g d’iode bisublimé, 10g d’iodure de potassium et 100ml
d’eau distillée.
Premièrement, l’iodure de potassium (10g) est dissout dans environ 30ml d’eau
distillée. Ensuite, de l’iode bisublimé (5g) est ajouté et est mélangé jusqu’à dissolution.
La solution ainsi obtenue est complétée à un volume final de 100ml avec de l’eau distillée
et est mélangé soigneusement.
e) Mode opératoire de la méthode MIF
Il existe deux méthodes : le MIF simple et le MIF concentration
MIF simple
Le milieu de conservation est préparé à l’avance en versant dans chaque tube de
récolte (type tube à hémolyse) 2.5ml de solution mère de Merthiolate-formol. Puis au
fond du tube, environ 250mg de selles sont déposées (la grosseur d’un petit pois), soit une
dilution de 1/10.
Ensuite, les matières fécales (m.f) sont triturées soigneusement avec un agitateur de
façon à les dilacérer et à mettre les éléments parasitaires au contact du liquide.
Apres, 2 à 3 gouttes de Lugol à 5% sont ajoutés et laissés reposer 30min. A l’aide
d’une pipette Pasteur, les m.f au fond du tube sont prélevées 2 à 3fois sans aspirer pour la
recherche des œufs d’helminthes ou à la surface du sédiment pour la recherche de
protozoaires.
Les contenus de la pipette sont déposés ainsi sur une lame, recouverte d’une lamelle.
L’observation microscopique est réalisée avec l’objectif x 10.
MIF concentration
Cette méthode se pratique à partir de la solution MIF simple.
D’abord, le tube contenant la solution MIF et les 250mg de selles est agité, puis 2ml de ce
mélange sont prélevés et mis dans un tube de centrifugation que l’on ajoute 1ml d’éther.
Ensuite, la solution obtenue est homogénéisée en agitant énergiquement de haut en
bas et laisser reposer 2min. Une couche se forme à la partie supérieure du liquide.

35. 22
L’ensemble est centrifugé à 1500 ou 2000 tours par minute pendant 2min et le
surnageant est jeté. A l’aide d’une pipette Pasteur la totalité du culot est prélevée (sans
aspirer) et mise sur une lame recouverte d’une lamelle. L’observation au microscope
optique est réalisée avec l’objectif x 10.

36. Troisième partie

37. Résultats

38. 23
Résultats
1-Caractéristiques des échantillons
Les différentes caractéristiques de nos échantillons (cas, sexe, âge, symptôme, statut)
sont décrites dans les tableaux ci-dessous.
1.1 Répartitions des malades selon le cas déclaré (positifs ou négatifs)
Après analyse par la technique ELISA de 166 échantillons de patients suspectés
d’avoir attrapé la bilharziose, 98 d’entre eux sont revélés positifs, 6 douteux et seulement 62
négatifs (voir tableau 2).
Tableau 2 : Nombre de cas déclaré de février à juin 2015
Période Février Mars Avril Mai Juin Total
Positifs 12 17 29 20 20 98
Négatifs 11 9 14 16 12 62
Douteux 1 3 1 0 1 6
Total 24 29 44 36 33 166

39. 24
1.2 Répartition des malades selon le genre
De tous les sujets infectés par S. mansoni, la majorité soit 62(63%), est du sexe
masculin (Tableau 3).
Tableau 3 : Fréquence de la séropositivité selon le genre
Période Février Mars Avril Mai Juin Total
Masculin 7 11 16 16 15 65 (66%)
Féminin 5 6 13 4 5 33 (34%)
Total 12 17 29 20 20 98 (100%)

40. 25
1.3 Répartition des malades selon l’âge
Sur les 98 patients infestés par Schistosoma mansoni, la majorité (21.43%) est âgée
de 40 à 49 ans. Les moins touchés restent principalement les enfants de moins de 9 ans
(tableau 4).
Tableau 4 : Fréquence des malades selon la tranche d’âge
Tranche
d’âge
Période
Février Mars Avril Mai Juin Nombre
0-9 0 0 0 1 0 1 (1.02%)
10-19 5 4 3 1 4 17 (17.35%)
20-29 0 3 6 4 5 18 (18.37%)
30-39 2 2 8 6 2 20 (20.41%)
40-49 3 4 5 4 5 21 (21.43%)
50-59 1 2 3 1 1 8 (8.16%)
60-69 1 1 2 2 2 8 (8.16%)
70+ 0 1 2 1 1 5 (5.1%)
Total 12 17 29 20 20 98 (100%)

41. 26
1.4 Répartition des cas de bilharziose selon la tranche d’âge et le genre
Le genre féminin est moins séropositif à la bilharziose que le genre masculin car
celui-ci représente 63% des cas
Dans les 2 genres, la tranche d’âge de 10 à 49 ans est plus concernée que celle de 50
ans et plus .Celle de moins de 9 ans reste la moins touchée de toute (1.02%):
Genre masculin :
* Sur 98 patients testés séropositifs, 47 se trouvent dans le groupe d’âge 10 à 49 ans.
* Le groupe allant de 50 ans et plus compte 14 cas.
Genre féminin :
*Pour le genre féminin, 29 séropositifs sont dans le groupe d’âge de 10 à 49 ans et 7 sont
dans celui de 50 ans et plus (tableau : 5).
Tableau 5 : Fréquence des malades selon la tranche d’âge et le genre
Genre Masculin Féminin Total
Tranche d’Age
0-9 1 0 1 (1.02%)
10-19 12 5 17 (17.35%)
20-29 10 8 18 (18.37%)
30-39 13 7 20 (20.41%)
40-49 15 6 21 (21.43%)
50-59 7 1 8 (8.16%)
60-69 2 6 8 (8.16%)
70+ 5 0 5 (5.10%)
Total 65 (66%) 33 (34%) 98 (100%)

42. Figure 5 : Répartition des malades selon les groupes d’âge et le genre
77%
23%
Masculin
(10-49) 50+
81%
19%
Féminin
(10-49) 50+

43. 28
1.5 Fréquence des symptômes subjectifs et objectifs présentés par les sujets
Le mal de ventre ou douleur abdominale est le symptôme le plus signalé par les sujets
examiné soit 30(83%) par contre, l’ictère est le symptôme le moins indiqué, soit pour 4
patients seulement (tableau : 6).
Tableau 6 : Nombre des malades selon les symptômes
Résultats
Symptômes
Positifs Négatifs Total
Crises
convulsives
6 (67%) 3 (33%) 9
Hématuries 14 (88%) 2 (11%) 16
Céphalées 20 (71%) 8 (29%) 28
Douleurs
abdominales
30 (83%) 6 (17%) 36
Sang dans les
selles +
dysenterie
14 (100%) 0 (0%) 14
Hépatomégalies 6 (100%) 0 (0%) 6
Splénomégalies 4 (100%) 0 (0%) 4
Ictères 4 (67%) 2 (33%) 6
Dermatoses
chroniques
0 2 (100%) 2
Asthénies 0 5 (100%) 5
Hypertension
Artérielles
0 4 (100%) 4
Epigastralgie 0 7 (100%) 7
Ascite avec
liquide externe
0 2 (100%) 2
Varices 0 4 (100%) 4
Diarrhées 0 5 (100%) 5
Adénopathie 0 1 (100%) 1
Céphalées
frontales
0 4 (100%) 4
Douleurs
lombaires
0 6 (100%) 6
Perte de
connaissance
0 1 (100%) 1

44. 1.6 Répartition des malades se
Sur les 98 sujets révélés s
durant l’étude, la majorité soit 7
(26%) ont été hospitalisés (tablea
Tableau 7 : Cas des malades se
Période Février Mars
Hospitalisés 2 5
Extérieurs 10 12
Total 12 17
1.7 Résultats des techniques de
Comme décrit plus ha
Schistosoma mansoni. Ces œuf
mesurent 150 à 160 microns. Seu
exact d’œufs contenant dans 1g d
Figure 6 : Œuf de S.mansoni
selon leurs statuts (Hospitalisés ou Externes)
séropositifs à la bilharziose intestinale parmi les
73 cas (74%) suivent le traitement en ambulatoi
leau : 7).
selon leurs statuts
Avril Mai Juin Nombre
5 4 7 23
24 16 13 75
29 20 20 98
de Kato-Katz et de MIF
haut, ces techniques permettent d’observer l
ufs se caractérisent par leur spicule ou épero
eulement la technique Kato-Katz permet de donn
de selles. L’autre méthode étant qualitative.
ni observé après préparation par la méthode K
(WHO, 1994)
es 166 analysés
toire. Seules 25
re %
23
77
100
les œufs de
ron latéral. Ils
nner le nombre
Kato-Katz,

45. 30
Au cours de cette étude parasitologique, 48 échantillons de selles fraiches dont 41
provenant des patients issus de la ville d’Antananarivo ont été analysées. Sur ce, aucun des
échantillons de patients n’a été révélé positif à la bilharziose intestinale (tableau 8).
Tableau 8 : Résultats parasitologiques des patients
Genre
Tranche
D’âge
Masculin Féminin Adresse S.mansoni Total
0-9 10 8 Antananarivo 0 18
10-19 0 1 Antananarivo 0 1
20-29 1 0 Antananarivo 0 1
30-39 3 6 Antananarivo 0 9
40+ 9 10 Antananarivo 0 19
Total 23 25 0 48

46. Discussion

47. 31
Discussion
1. Caractéristiques des sujets infectés par Schistosoma mansoni
1.1 Selon le cas déclaré (positifs ou négatifs)
L’Hôpital Joseph Ravoahangy Andrianavalona (H.J.R.A.) a enregistré et traité durant
la période d’étude de Février-Juin 2015,166 cas de prescription d’examen sérologique de la
bilharziose chez des malades présentant les symptômes de suspicion. Les analyses par
E.L.I.S.A.Indirect ont donné les résultats suivant :
Sur les 166 échantillons analysés, 98 d’entre eux se sont révélés positifs, 6 douteux et
seulement 62 sont déclarés négatifs (Tableau 1). Ceci montre que cette maladie parasitaire
semble sévir de façon endémique à Madagascar touchant une grande majorité de la
population.
En effet, les conditions de vie, l’utilisation des eaux usées pour les taches domestiques,
les techniques agricoles etc. sont des paramètres parmi tant d’autres qui peuvent expliquer
cette forte présence de la parasitose dans la grande Ile.
Cependant, le test ELISA trop sensible, pourrait donner des faux positifs. En effet, par
sa forte sensibilité, des réactions croisées avec d’autres helminthiases, la persistance des
anticorps même après traitement peuvent causer des faux séropositifs (Stefanie Kramme et
coll. ; 2011). Ainsi, il est préférable de faire des tests parasitologiques pour confirmer le
diagnostic surtout en zone non endémique de la maladie comme la ville d’Antananarivo.
Bien qu’il n’existe pas de transmission interhumaine, la forte concentration
démographique favorise la propagation de la maladie.
1.2 Selon le genre
D’après les résultats, la majorité des sujets (66%) présentant une sérologie positive
contre Schistosoma mansoni sont de sexe masculin (tableau 2). Le facteur sexe influence les
niveaux d’infestation (prévalence et charge parasitaire) des bilharzioses. Des résultats
similaires ont été rapportés dans la région de l’Extrême Nord Cameroun où les sujets de sexe
féminin ont présenté également une faible prévalence (Tchuem Tchuenté et coll., 2003;
Njiokou et coll., 2004). Ceci pourrait être expliqué par le fait que les hommes sont plus
impliqués dans les travaux champêtres d’une part et pratiquent régulièrement des baignades

48. 32
dans des eaux stagnantes infestées de mollusques du genre Biomphalaria, hôte intermédiaire
de S.mansoni d’autre part (Saotoing et coll., 2011).
Ces résultats rejoignent ceux d’autres auteurs tels que KANERELAND Philbert où la
bilharziose a affecté surtout la population masculine de Vatomandry avec 63,4% des cas
(KANERELAND, 2011).
Selon SERGE qui a étudié l’épidémiologie de la bilharziose intestinale en milieu
scolaire à Kiyanika (Congo), les sujets de genre masculin sont sensiblement plus infestés que
ceux de sexe féminin par S. mansoni, soit 54% contre 46%(SERGE, 2001).
1.3 Selon l’âge
L’intervalle d’âge des patients déclarés durant la période d’étude était de 10 ans. La
répartition des malades selon l’âge a montré que la schistosomiase a touché avec prédilection
le groupe d’âge 40-49 ans (21.43%), et qu’elle n’épargne aucun groupe d’âge puisque 1.02%
et 8% des cas sont recensés respectivement chez les moins de 9 ans et chez les personnes
âgées de plus de 70 ans (tableau 3).
Les personnes âgées de 50 à 70 ans plus et celles de moins de 9 ans sont les moins
séropositifs, probablement parce qu’elles s’exposent moins au risque d’attraper la maladie en
ayant moins de contact avec les eaux infestées par les mollusques, hôtes intermédiaires de S.
mansoni.
Ces résultats concordent avec ceux réalisés par KANERELAND où les patients âgées
de moins de 10 ans et âgées de plus de 41 ans représentent une minorité (20.2%) des sujets
déclarés séropositifs.
1.4 Selon les symptômes
D’après notre étude, les symptômes qui évoquent le plus une schistosomiase sont par
ordre décroissant : le mal de ventre (30), les céphalées (20), les hématuries (14), le sang dans
les selles (14), les crises convulsives (6), l’hépatomégalie(6), la splénomégalie (4) ainsi que
l’ictère(4) (Tableau 6).Toutefois, l’infestation à S. mansoni n'est reliée significativement
qu'aux symptômes suivants : les douleurs abdominales, les céphalées, et le sang dans les
selles.

49. 33
Pour un patient présentant des douleurs abdominales, de céphalées, d’hématurie dans
les 15 jours qui précèdent sa consultation et chez qui une hépatomégalie est objectivée, nous
pouvons penser à un cas de schistosomiase.
De plus, la présence de sang dans les selles associée à une hépato-splénomégalie et un
ictère confirme la schistosomiase avec un niveau d'infestation élevé.
1.5 Selon leurs statuts (Hospitalisés ou Externes)
Le Centre Hospitalier Universitaire H.J.R.A. est un des grands centres de référence de
la capitale pour les cas de maladies nécessitant de l’intervention chirurgicale et de la
réanimation médicale d’urgences. Cet hôpital enregistre et traite des malades, aussi bien, en
ambulatoire que hospitalisés. Dans notre étude, la prescription de test sérologique (ELISA)
pour le diagnostic de la bilharziose a été enregistrée auprès de 166 patients, dont 98 en sont
séropositifs. Parmi les positifs, 77% sont des patients traités en ambulatoire et 23% en sont
des hospitalisés (Tableau 7). Ce sont des cas de bilharziose détectés chez des gens qui ont eu
la possibilité et la volonté de chercher des soins à l’hôpital. Par défaut d’information, il nous
est impossible d’exploiter les résultats selon les zones de provenance ou de résidence
permanente de ces malades.
Cependant, la bilharziose intestinale sévit dans plusieurs districts de la province
d’Antananarivo comme Antsirabe, Miarinarivo, Soavinandriana, Tsiroanomandidy,
Betafo…toutes des zones de développement agricoles où le système d’irrigation amène les
gens (paysans, écoliers, …) à être en contact permanent avec les eaux douces.
Dans ces villes, l’adduction d’eau devrait diminuer l’infestation mais, pour les
populations défavorisées, celle-ci leur est trop couteuse, les obligeant ainsi à se baigner dans
les mares, les rivières ou les canaux d’irrigations. L’infestation peut alors être intense du fait
de la surpopulation, de la promiscuité et du manque d’hygiène.
Ainsi, ces villes étant proche de la capitale, nous pourrions penser que ces patients
viennent de là.
1.6 Pour la technique Kato-Katz et MIF,
L’ensemble des 48 échantillons de selles fraiches reçu à l’IPM pendant une période de
1 mois pour le diagnostic parasitologique de la bilharziose est avéré négatif (Tableau 8). Ceci
pourrait être dû, soit :

50. 34
- à l’absence de la transmission de la bilharziose dans la ville d’Antananarivo. La
qualité des eaux usées des ménages, la souillure des eaux stagnantes par les déchets de
diverses origines (hydrocarbures, …) empêcheraient la survie des hôtes intermédiaires
spécifiques
- à la sous-représentation des prélèvements en provenance des endroits focalisés de la
capitale ou de ses environs immédiats où la bilharziose aurait existé...
Bien que les conditions favorables au développement des schistosomes soient
présentes à Antananarivo, à savoir, la température, les eaux stagnantes, les végétations, la
souillure des lieux environnants par le péril fécal et/ou urinaire secondaire au non utilisation
de latrine, la maladie n’a pas été décelée parmi les prélèvements que nous avions examinés.
Cependant, sur 69 échantillons de selles recueillis au cours d’une enquête
parasitologique en communauté dans une région du versant ouest de Madagascar, Betsiboka,
district de Kandreho, en octobre 2015 (résultats non encore publiés), 62 présentent des œufs
de S.mansoni avec des charges en œufs de 96 à 480 par grammes de selles. A cause de cette
prévalence supérieure à 50%, la zone est qualifiée hyperendémique à la bilharziose intestinale.
Durant l’étude, aucune distinction d’âge ni de genre n’a été réalisée.

51. Conclusion et Perspectives

52. 35
Conclusion
La bilharziose est une maladie largement répandue à Madagascar.
En effet, sur 166 cas suspects de bilharziose intestinale enregistrés durant la période
d’étude, 98 sont révélés positifs l’aide de l’outil de diagnostic sérologique ELISA. La
majorité des patients sont de genre masculin et se trouvent dans la tranche d’âge 40 à 49 ans.
Les personnes âgées et celles de moins de 9 ans sont les moins touchées. De plus, parmi les
patients les plus touchés, la plupart viennent de l’extérieur (non hospitalisés).
Néanmoins, la technique sérologique ne permet pas de conclure avec certitude de la
présence de la maladie du fait qu’il peut donner des faux positifs. Ces cas pourraient être
probablement dûs soient par :
- des possibilités de réactions croisées avec un certain nombre d’autres helminthiases,
(Filarioses, anguillulose, cysticercose et peut être ankylostomose).
- la persistance des anticorps anti-schistosomiases même après traitement, qui peuvent durer
jusqu’à 12 à 18 mois et même plus.
Il s’agit donc d’une technique d’orientation. Le moyen de diagnostic des bilharzioses
humaines n’est établi que par la présence des œufs du parasite dans les selles ou les urines par
les techniques parasitologiques. Ces œufs peuvent être observés que pendant la phase d’état.
A l’avenir, nous envisagerons :
- d’utiliser les deux techniques (sérologiques et parasitologiques) sur les mêmes échantillons
afin d’éviter tout doute sur les cas déclarés,
- d’étendre notre étude sur d’autres régions de Madagascar,
- d’étudier sur un nombre d’échantillon beaucoup plus important,

53. Références bibliographiques

54. 36
Bibliographies
Adam A.R.D., studios on bilharzia in Mauritius.I.the experimental infection of bulinus
(Pyrgophysa) forskali with Schistosomum haematobium.Ann.trop.méd.Paras.,28,195-
204.1934
AM Agnew, HM Murare, et MJ Doenhoff. Immune attrition of adult’s schistosomes
Parasite Immunol 15:261-271. 1993
Bilharziose selon l’OMS dans le monde, Mars 2013
Boisier P, Ramarokoto CE, Ravaoalimalala VE, Rabarijaona L, et Coll., Reversibility of
Schistosoma mansoni associated morbidity after early mass praziquantel therapy.
Ultrasonographie assement. Trans Roy Soc Trop. Med Hyg., ;92 :541-453.1998
Boorée P. Symptômes et Evolution de l’Infection à Schistosoma Mansoni. Med Trop ; 42 ;6 :
614-647. 1992
Charles H et king MD. Toward elimination of schistosomiasis. The New England Journal of
Medicine, 360: 106-109. 2009
De Gentile L, Cimon B, Chabasse D. Schistosomose. Encycl Med Chir Mal Infect : 1-11.
1996
Doumenge J, Mott K, Chebg G, Toma G. Atlas de la Répartition Mondiale des
Schistosomiase. Genève : OMS, 1 : 279-287. 1987
Dr Michels, documents de pathologie humaine du service d’anatomie pathologique du CFB
de Caen et du CHPC de Cherbourg, 15 janvier 2015
Dreyfuss G et Rondelaud D .Les mollusques dans la transmission, des helminthiases
humaines et vétérinaires. Bulletin Académique et Vétérinaire de France. Tome 164 (1). 2011
Gigase : cours de pathologies infectieuses et parasitaires, IMT/ Anvers.

55. 37
Grogan JL,Kremsner PG,Vandam GJ,Metz G,Mordmuller B,Deel D,et Yazdan Bakhsh.
M. Anti-schistosome IgG4 and IgE responses are affected differently by chemotherapy in
children versus adults. J Infect Dis, 173:1242-1247. 1996
Gryseels B and De Vlas SJ. Worm burdens in schistosome infections. Parasitol Today, 12:
115-119.1996
Hagan P,Blumenthal UJ,Dunne DW,Simpon AJG et Wilkins HA. Human IgE, IgG4 and
resistance to reinfection with Schistosoma haematobium. Nature, 6306:243-245.1991
Huve S et Girard PM. Fièvre de Safari.Rev Prat ; 54 :77-8.1989
Isabwe A, Ruberanziza E, Mupfasoni D, Ruxin J, Clerinx J & White PT : Potential for
transmission of schistosomiasis in kayonza district. Revue Médicale Rwandaise 69 (2): 14-19.
2012
J.P. Revillard : immunologie. De Boeck université, 3éme
édition, Bruxelles, pp 461. 1998
Kanereland Phibert. Epidémiologie de la bilharziose intestinale dans le district de
Vatomandry : thèse médecine ; N°8156.2011
Klotz F.diagnistic et expression clinique de la bilharziose à Schistosoma intercalatum Acta
Endosc; 18 :373-8.1988
Klotz F, Debonne JM. Le colon et le foie, deux organes ciblent de la bilharziose. Concours
Med ; 33 :2913-22.1992
Klotz, Martet G et Aubry P.les bilharzioses. Encycl Med Chir Mal Infect ; 8111 A
10.9 :148.1990
Klotz F, Debonne JM, Martet G, la bilharziose hépatique, Ann Med interne; 142 :1319,
1991
Ministère de la santé (laboratoire central de la bilharziose): répartition géographique de la
bilharziose à Madagascar, 2012

56. 38
Mohamed Ziado Satti: Use of new glass microfibre histamine release method to study the
modulation of the host response in human Schistosomiasis mansoni. Individuals with
different degrees of exposure to the disease show differing antibody biological function.
Tropical medecine and international health, vol 1N°5, pp655-666, 1996.
Njiokou F., Onguene Onguene A.R., Tchuem Tchuenté L.A. et Kenmogne A.,
Schistosomose urbaine au Cameroun: étude longitudinale de la transmission dans un nouveau
site d’extension du foyer de schistosomose intestinale de Mélen, Yaoundé. Bulletin de la
Société de Pathologie Exotique 97(1), 37-40, 2004
OMS, « agir contre les vers », Madagascar, numéro 12, p.2. novembre 2008
OMS : Aide-mémoire bilharziose n°115, Mars 2013
OMS : Aide-mémoire bilharziose n°115, Février 2016
OMS, bilharziose dans le monde 2010
OMS : Aide-mémoire bilharziose -Schistosomoses ou bilharzioses - Cours de médecine
tropicale-Pr Pierre Aubry-Marc GENTILINI Médecine tropicale - 6e édition 2012
OMS. Comité d’Expert. Lutte contre la schistosomiase. Série de Rapports Techniques.
Genève : OMS, 830 : 1-22.1993
OMS. Rapport de la consultation informelle de l'OMS sur la lutte la contre la schistosomiase.
Genève 2-4 décembre. WHO/CDS/SIP/99.2, 65 p, 1998
P. Ambroise -Thomas, T. Loizzo, P.T. desgeorges : Bilharzioses humaines à Schistosoma
mansoni, S. haematobium et S. japonicum. Sérodiagnostic par Elisa, Immunofluorescence et
Hémagglutination indirecte. Ann. Soc. belge Méd. trop. 61, 379-392; 1981
Partnership for Parasite Control, Second Meeting Rome, avril 2002
P. Saotoing, T. Vroumsia, A.M. Njan, F-N.Tchuenguem et J. Messi, Epidemiological
survey of schistosomiasis due to Schistosoma haematobium in some primary schools in the

57. 39
town of Maroua, Far North Cameroon. International Journal of Tropical Medecine 6 (2)): 19-
24, 2011.
Racine Kane et Massiré Kare: les latrines ventilées à doubles fosses, alternatives dans la
commune de Richard Toll:contribution à la lutte contre la bilharziose intestinale : 07/01/2003
Rihet P, CE Demeure, A Bourgois, A Prata, et AJ Dessein. Evidence for association
between human resistance to Schistosoma mansoni and high anti-larval IgE levels. Eur J
Immunol 21:2679-2686. 1991
Ross A.G., Vickers D., Olds G.R., Shah S.M., McManus D.P., Katayama syndrome.
Lancet Infect Dis. 7(3): 218-24, 2007
Roux JF, Ravaoalimalala VA, Rakoto L, et coll. Bases de réflexions et grandes lignes du
programme national de lutte contre les bilharzioses à Madagascar. Arch Inst Pasteur
Madagascar ; 61 : 58-61. 1994
Serge Mayaka Ma-Nitu.Schistosoma mansoni en milieu scolaire : cas du groupement de
Kiyanika : thèse médecine 2001
Stefanie Kramme, Hanspeter Marti, Blaise Genton, Christoph Hatz, Rev Med
Suisse;995-999.2011
Steinmann P, Keiser J, Tanner M et Utzinger J : Schistosomiasis and water European
Scientific Journal 10 (17): 339-362. 2006
Tchuem Tchuenté L.A., Behnke J.M., Gilbert, Southgate V.R. et Vercruysse J.,
Polyparasitism with Schistosoma haematobium and soil-transmitted helminth infectious
among school children in Loum, Cameroon. Tropical Medicine and International Health,
975-986, 2003
Warren, K.S., E.O. Domingo, et R.B. Cowan. « Granuloma formation around schistosome
eggs as a manifestation of delayed hypersensitivity » Am J Pathol. 51:735.1967
WHO, bench Aids for the Diagnosis of Intestinal Parasites,1994

58. 40
WHO Media centre 2011
Wilkins HA. The epidemiology of schistosome infections in man. In: The biology of
Schistosomes; 1987
Wynn TA, Hoffmann KF. Defining a schistosomiasis vaccination strategy is it really Th1
versus Th2? Parasitol Today, 16(11): 497-501;2000
Zussman R.A., Bauman P.M. et Petruska J.C. - The role of ingested hemoglobin in the
nutrition of Schistosoma mansoni. Journal of Parasitology, 56, 1: 75-79;1970

59. Annexes

60. Annexe n°1 : Méthode sérologique
Préparation des réactifs pour la technique sérologique ELISA
Il est très important que tous les réactifs, échantillons et contrôles soient portés à température
ambiante (20 à 25°C) avant de commencer le dosage
-Barrettes revêtus sécables
Les barrettes sécables sont revêtues d’antigène de Schistosoma mansoni et sont prête à
l’emploi
-Conjugué protéine A
Le flacon contient 20ml d’une solution de protéine A, peroxyde de Raifort, un tampon, des
stabilisants, des conservateurs et un colorant bleue inerte.la solution est prête à l’emploi.
-Contrôle
Les flacons de contrôle positif, contrôle seuil (cut off) et de contrôle négatif contiennent une
solution de contrôle prête à l’emploi. Elle contient 0.1% de Kathon et doit être conservé à
+2…..+8
-Solution de lavage (concentration x 20)
Le flacon contient 50ml d’un tampon concentré, des détergeant, des stabilisants et des
conservateurs. Diluer la solution de lavage au 1/20e
. Par exemple, pour 10ml de la solution de
lavage, ajouter 190ml d’eau distillée récente et non contaminée. Le tampon dilué est stable 5
jours si conservé à température ambiante.
-Solution de substrat TMB
Le flacon contient 15ml d’un mélange de peroxyde d’hydrogène et de tetramethylbenzidine.le
réactif est prête à l’emploi et doit être conservé à +2……+8°C à l’abri de la lumiere.la
solution devrait être incolore ou avoir une légère teinte bleue.si le substrat devient bleu. Il a
pu être contaminé et devrait être remplacé
-Solution d’arrêt
Le flacon contient 15ml d’une solution d’acide sulfurique 0.2M.

61. Annexe n°2 : Schémas illustratifs des réactifs
Contrôle positif Contrôle seuil Contrôle négatif
Diluant pour échantillon IGg Solution de lavage Solution d’arrêt
Solution de substrat TMB Conjugué protéine A marqué à la peroxydase de raifort

62. Annexe n°3 : Méthode EL
() : Les étapes par ordre
(1)Echantillon dilué
avec du diluant IgG
(2) Echantillon + c
(8) Ajout du substrat
(10)
l’ajou
(9) Incubation pen
15min à l’obscurit
ELISA
+ contrôle
(3) Incubation des
échantillons à 37°C
(4) Lavage 3 à 4 fois avec la
solution de lavage
(7
10) Arrêt de la réaction par
’ajout de l’acide sulfurique
pendant
curité
(5) Ajout du
conjugué
protéine A
(6) Incubation à l’air
libre pour 30mn
(7) Lavage
(11) Lecture de la
densité optique au
spectrophotomètre

63. Annexe n°4 : Méthode parasitologique, méthode Kato-Katz

64. Annexe n°5 : Récapitulatifs des renseignements parasitologiques des patients de l’IPM
Patients Sexe Age (ans) Clinique Adresse S.mansoni
1 F 33 Leucorrhée Antananarivo 0
2 M 09 Ictère gastrique Antananarivo 0
3 M 04 Vomissement
habituel
Antananarivo 0
4 M 39 Douleur abdominale Antananarivo 0
5 M 48 Douleur
abdominale(D.A)
Antananarivo 0
6 M 06 Renseignement
clinique absent(RCA)
Antananarivo 0
7 F 36 Epigastralgie
chronique
Antananarivo 0
8 M 66 Téniasis Antananarivo 0
9 M 30 H.pylori Antananarivo 0
10 F 12 Epigastralgie Antananarivo 0
11 F 32 Contage H.pylori Antananarivo 0
12 F 07 H.pylori Antananarivo 0
13 F 47 Contrôle Antananarivo 0
14 F 65 Epigastralgie Antananarivo 0
15 F 30 Epigastralgie Antsohihy 0
16 M 05 Anorexie Antananarivo 0
17 F 09 Epigastralgie Antananarivo 0
18 F 60 Renseignement
clinique absent(RCA)
Mora manga 0
19 M 02 Melena Antananarivo 0
20 M 33 Bilan Antananarivo 0
21 M 54 Selles glaireuses
sanguinolentes(S.G.S)
Antananarivo 0
22 M 09 D.A Antananarivo 0
23 M 7mois RCA Antananarivo 0
24 M 54 S.G.S Antananarivo 0
25 F 47 Asthénie Antananarivo 0
26 M 07 D.A Antsirabe 0
27 F 02 Diarrhée Antananarivo 0
28 F 38 Bilan pour paresse Antananarivo 0
29 M 42 Céphalée trainante Antananarivo 0
30 F 04 Selles fréquente Antananarivo 0
31 M 09 Selles molles
fréquentes(S.M.F)
Antananarivo 0
32 F 07 S.M.F Antananarivo 0
33 F 08 D.A à répétition Morondava 0
34 M 50 Epigastralgie Antananarivo 0
35 M 24 Nausée S.R 0
36 M 48 Contrôle Antananarivo 0

65. 37 F 34 Allergie Antananarivo 0
38 M 41 RCA Antananarivo 0
39 F 08 D.A Morondava 0
40 F 05 RCA Antananarivo 0
41 F 63 RCA Antananarivo 0
42 M 42 Diarrhée persistante Antananarivo 0
43 F 62 Hyper Tension
Artérielle(HTA)
Antananarivo 0
44 F 45 Trouble de transit Isoraka 0
45 M 04 D.A Antananarivo 0
46 F 40 Bilan pour toux Ambohidratimo 0
47 F 73 Epigastralgie Antananarivo 0
48 F 54 Céphalée +vertige Antananarivo 0

66. Author: HABIB Azimdine
Title: Methods of Diagnostics of Schistosomiasis mansoni in Madagascar.
Abstract
Schistosomiasis (bilharzia) is one of the common and deadly infectious diseases for
which there are ways to effectively fight and well tolerated. It is a parasitic disease caused by
a blood-sucking worm, Schistosoma, which life cycle successively involves aquatic snails
and humans. Five species of Schistosoma are pathogenic for humans, 2 of which exist in
Madagascar.
Schistosoma haematobium
Schistosoma mansoni
A prospective study was conducted at the Hospital Joseph Ravoahangy
Andrianavalona. It concerned the evolution of the incidence of intestinal
Schistosomiasis during a period from February to June 2015.During this period, 166
patients suspected of the disease were analyzed.98 of them were found positives. The
majority are males. The disease affects all age groups but preferably people from 40
to 49 years probably because they are exposed to much more risks of getting the
disease by having much contact with infected waters shellfish, intermediate hosts of
S.mansoni.
For the parasitological method, 48 stools were analyzed at the central
laboratory of bilharzia in IPM and no eggs were found.
However, too sensitive ELISA can give false positives. It is recommended to
do a parasitological test to confirm or affirm the suspicion.
Keywords: Schistosomes or Bilharziomes, Bilharzia or Schistosomiasis, Furcocercaire or
cercaire, miracidium.
Framers: Dr RAMAROSON Roseline
Pr RAJAONATAHINA H.Davidra

67. NOM: HABIB
Prénom : Azimdine
Titre : Méthodes de diagnostique de la bilharziose à Schistosoma mansoni à Madagascar.
Résumé
La schistosomiase (bilharziose) est l’une des maladies infectieuses fréquentes et
mortelles pour lesquelles il existe des moyens de lutte efficace et bien toléré. C’est une
maladie parasitaire due à un ver hématophage, le schistosome, dont le cycle de vie fait
intervenir successivement des mollusques aquatiques et l’homme. Cinq espèces de
Schistosoma sont pathogènes pour l’Homme dont 2 se trouvent à Madagascar.
Schistosoma haematobium.
Schistosoma mansoni.
Une étude prospective a été menée à l’Hôpital Joseph Ravoahangy Andrianavalona.
Elle concernait l’évolution de l’incidence de la bilharziose intestinale au cours d’une période
allant de février à juin 2015. Durant cette période, 166 patients suspectés de la maladie ont
été analysés. 98 d’entre-eux ont été révélés positif. la majorité étant des hommes.la maladie
frappe tous les groupes d’âge mais de préférence les personnes âgées de 40 à 49 ans
probablement parce qu’elles s’exposent beaucoup plus au risque d’attraper la maladie en
ayant beaucoup de contact avec les eaux infestées par les mollusques, hôtes intermédiaires de
S. mansoni.
Pour la méthode parasitologique, 48 selles ont été analysées au laboratoire central de
la bilharziose à l’IPM et aucun œuf n’a été trouvé.
Cependant, la technique ELISA trop sensible peut donner des faux positifs. Il est
recommandé de faire un test parasitologique pour confirmer ou affirmer la suspicion.
Mots clés : Schistosomes ou Bilharziomes, Bilharziose ou Schistosomiase, furcocercaire ou
cercaire, miracidium
Encadreurs : Dr RAMAROSON Roseline
Pr RAJAONATAHINA H.Davidra