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Conduite à tenir devant
un prélèvement de
selles en parasitologie
BENAISSA Youssef
Université Djilali Liabes
Faculté de médecine
Département de pharmacie
4éme année (2017/2018)
I. introduction
• Divers prélèvements sont achemines chaque jour au laboratoire de
parasitologie soit au mieux réalisés au seins même au laboratoire.
• Pour orienter le biologiste dans sa recherche, chaque prélèvement
doit être accompagne dune fiche de renseignement portant sur:
L'identité du malade
Nature du prélèvement
Signes cliniques
Orientations biologiques
Signes radiologiques
 L'identité du malade
• Nom
• Prénom
• Age
• Sexe
• Adresse (habitat)
• Profession (actuel et ancienne)
Nature du prélèvement
• Selles
• Urines
• Sang
• LCR
• LBA
• Crachat (prélèvement moins sensible)
• Cutané
Signes cliniques
• Nausée
• Vomissement
• Diarrhée
• Douleurs abdominales
• Lésions cutanées
• prurit
Orientations biologiques
• Hémogramme: c'est le plus important ; il permet de déceler une
anémie et/ou une hyperéosinophilie donc d'évoquer certaines
parasitoses.
• Vitesse de sédimentation.
• Bilans biochimiques divers.
Signes radiologiques
• La vision de vers dans le duodénum par examen radiologique (transit
oeso-gastroduodénal)est classique.
• L'échographie, la scintigraphie apportent également des
informations précieuses pour les atteintes hépatiques.
• Pour le côlon, la radiographie et la coloscopie peuvent objectiver des
lésions amibiennes (amoebome) ou permettre de repérer certains
vers (trichocéphale).
II. Conduit a tenir devant un prélèvement de
selles
• Moment de prélèvement
• conditions de prélèvement
• La conservation du prélèvement
• La macroscopie du prélèvement
• L'examen microscopique du prélèvement
• Le résultat
• Recommandations
conditions de prélèvement
• Eviter les aliments qui laissent beaucoup de résidus (crudités
notamment peau de tomates, pommes de terre, petits pois, peau de
pêche, poires, figues), ou des graisses ( noix, olives, cacahuètes,
avocats).
• prescrire au patient un régime alimentaire à faible résidu pendant les
3 jours qui précèdent le prélèvement,(ex: pâtes, riz, poisson).
• Eviter les salade cuite, épinards parce qu'ils augmentent le volume
fécal.
• En cas de diarrhée, préférer l’émission des selles au laboratoire pour
un examen dans l’heure qui suit.
• Médicaments à interrompre si cela est thérapeutiquement possible:
• tous les antiseptiques intestinaux qui, même s'ils ne sont pas totalement
amoebicides sont souvent amoebostatiques et induisent des résultats
faussement négatifs
• les antibiotiques et les sulfamides qui, en agissant sur la flore intestinale,
nuisent aux protozoaires et dont certains réduisent peut-être la fréquence de
ponte des vers (aucune étude effectuée sur le sujet)
• les laxatifs ou adsorbants intestinaux divers (charbon, mucilages). On fera
cesser l'absorption des huiles de régime qui sont en réalité de l'huile de
paraffine.
• les produits opaques utilisés en radiologie, en particulier les composés
barytes.
• S’abstenir de prendre des médicaments à base de charbon, de sels de
baryum, de magnésie, d’huiles purgatives, suppositoires, plusieurs jours
avant d’envisager l’examen.
• Pour le récipient:
• Pour pouvoir observer la totalité de la selle, une boîte en matériau
transparent est recommandée. Elle devra se fermer facilement après
usage.
• Sa contenance minimale doit être de 500 ml et son ouverture
suffisante (10 à 15 cm de diamètre au minimum).
• Un récipient trop grand laisserait la possibilité de souillure par les
urines, en particulier pour les femmes, même en ayant recommandé
à celles-ci d'uriner avant la défécation.
• et bien sure doit être stérile.
• A couvercle hermétique
• Le prélèvement doit être réalisé au laboratoire de préférence
• Si réalisé a domicile : délai d'acheminement doit pas dépasser 1h
• Si examen différé, utiliser un fixateur ou milieu de transport, ex:
• P.A.F:phenol, alcool, formol
• P.V.A:alcool polyvinylique
• M.I.F:merthiolate,iode,formol
 CONSEQUENCES D’UN RETARD A EFFECTUER
L’EXAMEN
• une baisse de la température du prélèvement qui risque de lyser les
protozoaires sous forme végétative.
• Dans les pays chauds :il y a le risque de la dessiccation des selles et les
germes et les mycètes se multiplient intensément, ce qui fausse
l'examen direct.
La conservation du prélèvement
• Conservez votre échantillon de selles à 15-25°C si possible.
• PAS DE CONGELATION, NI DE CONSERVATION AU FRAIS.
• On peu utiliser le formol avec différentes concentrations selon
la consistance des selles
• On peu utiliser aussi :
lAlcool polyvinylique
30% 10% 5%
Liquide semi liquide dure
La macroscopie du prélèvement
• La consistance de la selle
• La couleur de le selle
• Présence d'éléments non parasitaires
• Présence d'éléments parasitaires
La consistance de la selle
• Selle liquidienne (rarement parasitaire)
• Semi-liquide, hétérogène
• Dure, spongieuse
• Grumeleuse ( excès de féculents non digérés)
• Aspect de pate a modeler (abondance de lipides) on recherchera
particulièrement les oeufs d'helminthes et les kystes de protozoaires
La couleur de le selle
• Normal: brune due a la présence se stercobiline
• Noire: présence de sang, médication colorant les selles (bismuth,
charbon)
• Verte, ocre
• décolorée
Présence d'éléments non parasitaires
• On doit noter la présence d’éléments non parasitaires :
• Mucus: mélangé a la selles ou l'enrobant
• sang: enrobe totalement ou partiellement la selle, on s'attachera à
rechercher avant tout les formes végétatives des protozoaires.
• résidus alimentaires: dus à la diarrhée, à une insuffisance de
digestion
• desquamation de la muqueuse intestinale.
Présence d'éléments parasitaires
• Il faut observer la présence éventuelle de certains parasites :
• Nématodes : Oxyures et Ascaris adultes.
• Cestodes : anneaux de Tænia (parfois animés de mouvements),
scolex recherchés après thérapeutique.
• Trématodes : ce n’est qu’à la suite d’une thérapeutique que les
Douves adultes peuvent être expulsées.
Les Nématodes seront lavés en eau physiologique, puis fixés au
Demke, Le fixateur doit être versé bouillant sur les vers, dans un
récipient que l’on ferme ; il doit agir au moins 2 heures.
Les Cestodes doivent être lavés en eau physiologique puis éclaircis au
Chloral-lactophénol :L’éclaircissement s’effectue entre lame et
lamelle au dessus de la veilleuse du bec de gaz en renouvelant le
réactif au fur et à mesure de son évaporation
Les Trématodes, d’abord lavés en eau physiologique devront subir
ensuite un relâchement une nuit à 4°C dans de l’eau ordinaire, et
seront enfin fixés par le réactif de Demke.
L'examen microscopique du prélèvement
direct Techniques de
concentration
Techniques
de coloration
Examen direct
la nature et la consistance du prélèvement
Glaires muqueuses ou
muco-sanguinolentes
Selles liquides
ou en bouse
Selles moulées
1 – Glaires muqueuses ou muco-sanguinolentes
• Recherche de formes végétatives d’amibes, d’oeufs de Schistosomes.
• Utiliser de préférence, une platine chauffante à 37° C.
• A l’aide d’un ensemenceur, prélever un fragment de glaire que l’on examinera
entre lame et lamelle. Repérer les formes végétatives grâce à leur mouvement,
noter l’hématophagie.
• L’identification des formes végétatives peut être facilitée par une coloration au VF
ou au Lugol.
La chromatine ressort
par contraste sur le
cytoplasme beige clair.
les structures nucléaires
apparaissent foncées, le
cytoplasme rose.
2 – Selles liquides ou en bouse
• Recherche de formes végétatives et de kystes de Protozoaires,
Coccidies, Microsporidies, oeufs et larves d’Helminthes.
• Mêmes précautions que précédemment concernant les formes
végétatives.
3 – Selles moulées
• Recherche de kystes de Protozoaires, d’oeufs et larves d’Helminthes.
• L’examen direct sera effectué parallèlement à la dilution avec le
réactif de concentration Acéto-Acétique.
• Cas particulier d’une suspicion de Bilharziose : effectuer un examen
direct d’une dilution du produit de raclage de la surface des selles.
Techniques de concentration
On appelle concentrations les techniques par lesquelles on essaie, à partir de la grande
quantité de matières fécales recueillies, d'obtenir dans un faible volume les oeufs, larves,
kystes voire formes végétatives fixées de parasites par élimination des résidus de la digestion.
Méthodes physico-chimiques Méthodes par éclaircissement
Techniques de sédimentation Techniques de flottation Techniques diphasiques
Méthodes biologiques
• Méthode de Willis
• Technique de Faust simplifiée
• Méthode de Janeckso urbanyi
• Méthode de TELEMAN RIVAS
• Méthode de BAILENGER
• Méthode de RITCHIE modifiée
Technique de kato Technique de
baermann
méthodes Intérêt Inconvénients Déroulement
sédimentation recommandée pour les
larves d'anguillule et les
oeufs d'ascaris non
fécondés
• De nombreuses cellules
végétales (féculents en
particulier) sédimentent
aussi vite que les
parasites recherchés
• l'examen
microscopique n'est pas
toujours facile.
Dix à vingt grammes de selles sont dilués dans 250 à 500 ml d'eau du robinet et le filtrat laissé dans un
verre à pied.
Après une heure, le surnageant est rejeté et le sédiment remis en suspension dans une même quantité
d'eau.
La même manipulation est renouvelée plusieurs fois jusqu'à obtention d'un liquide surnageant clair,
Le culot est alors examiné.
flottation
Willis simplicité d'exécution, de
la rapidité et d'un faible
prix de revient (eau
chlorurée
sodique).
Elle concentre bien les
oeufs d'ancylostomidés et
d'hyménolépidés.
La solution de chlorure de
sodium pénètre assez
facilement dans les oeufs
et il ne faut pas dépasser le
temps prescrit dans le
déroulement de la
technique.
Les selles sont diluées au dixième environ dans une solution aqueuse de chlorure de sodium à
saturation (25 grammes dans 100 ml environ; densité 1 200), puis filtrées rapidement.
La suspension obtenue est versée dans un tube jusqu'à la limite supérieure (léger bombement du
liquide au dessus du bord). On place alors délicatement une lamelle qui doit recouvrir tout le tube sans
bulle d'air.
Un quart d'heure plus tard on retire la lamelle qui est déposée sur une lame et la lecture de la
concentration est effectuée avant évaporation de l'eau et cristallisation du sel ce qui, en pays chaud,
peut se produire rapidement.
Faust
simplifiée
Alors que la méthode
originale exige plusieurs
sédimentations dans l'eau
par
centrifugation, avant la
flottation, dans la méthode
simplifiée on se contente
d'une seule centrifugation.
Cette méthode ne permet
guère de trouver plus
d'oeufs que la méthode de
Willis.
Elle exige l'utilisation d'une
centrifugeuse.
Les selles sont diluées au dixième environ dans une solution saturée de sulfate de bzinc (sulfate de zinc
331 g, eau qsp 1000 ml), tamisées et centrifugées environ une minute à 2300 tours/minute. Dès l'arrêt
de la centrifugation, on prélève à l'anse métallique la couche superficielle qui contient les oeufs et on la
dépose sur une lame pour examen.
Janeckso
urbanyi
concentre bien les oeufs
de grande douve, de
schistosornes et
d'ancylostomidés ainsi que
les larves d'anguillule
Elle concentre assez bien
les embryophores de ténia
et les oeufs de
trichocéphale.
La solution iodo-
mercurique est toxique
inefficace pour trouver les
kystes sauf ceux de giardia.
Trois à cinq grammes de selles sont triturés dans 20 ml de la solution iodomercurique (bi iodure de
mercure 150 g, iodure de potassium 110 g et eau 400 ml).
Pour préparer la solution : dissoudre l'iodure dans un peu d'eau, ajouter le bi iodure en remuant, puis
après dissolution complète, ajouter le reste de l'eau. La densité obtenue est de 1 440.
Après tamisage, le filtrat est centrifugé à 2 500 tours/mn pendant 3 à 4 minutes.
La couche superficielle recueillie à l'aide d'une anse ou d'une baguette de verre aplatie en spatule est
examinée au microscope dans le quart d'heure qui suit.
méthodes Intérêt Inconvénients DéroulementDiphasiques
TELEMAN
RIVAS
Facile à pratiquer, rapide, cette
technique concentre bien les parasites
les plus courants (Giardia, Entamoeba
et oeufs de trichocéphale).
La coque des kystes d'Entamoeba
histolytica se dédouble lors de la
centrifugation ce qui est un argument
diagnostique intéressant
Les oeufs de bilharzies,
d'ascaris ou de grande douve
restent dans la couche
lipophile: c'est donc une
méthode à déconseiller dans
les pays où sévissent ces
parasitoses.
Le principe de ces techniques est de
mélanger les selles avec une solution
déterminée puis d'agiter le tout avec de
l'éther avant de centrifuger pour recueillir
oeufs et kystes.
BAILENGER Elle est beaucoup plus fiable dans la
recherche des kystes et des oeufs se
concentrant bien dans un pH aux
environs de 5 (giardia, amibes,
trichocéphale, ankylostome)..
Pour rechercher les oeufs de
schistosome une autre
technique est nécessaire.
Les manipulations sont identiques à celles
de la méthode de Telemann et Rivas.
RITCHIE
modifiée
Elle concentre bien les oeufs d'ascaris
et de schistosome.
Le culot souvent volumineux
est de lecture difficile.
Mis à part le liquide de dilution, la
technique est la même que pour la
concentration de Teleman-Rivas.
Technique de kato
• Principe : C’est une technique de décoloration des selles qui permet de
distinguer les oeufs de parasites dans une préparation des selles rendue
translucide.
• Réactif et matériel : Solution de glycérine-vert malachite
• Glycérine …………………………………………………………………..100 ml
• Eau distillée ……………………………………………………………….100 ml
• Solution de vert malachite à 3 %...................................... 1 ml
• Bandes de cellophane adhésive de 20 x 30 mm immergées dans la solution
de glycérine pendant 24 heures.
• Technique:
• Sur une lame porte-objet, déposer 50 mg de selles, recouvrir par une des bandes de
cellophane imprégnée, presser à l’aide d’un bouchon de caoutchouc pour répartir
régulièrement la selle;
• laisser éclaircir une heure à température ambiante.
• Examiner rapidement car un sur-éclaircissement risquerait de faire passer inaperçu
certains œufs (Ankylostomes, Schistosomes).
• Les résultats sont rendus en nombre d’oeufs par gramme de selles.
Méthode de Baermann
• Principe:
• Les larves rahbditoïdes d'anguillule ont un hydrothermotropisme positif. En mettant en contact
des selles contenant des larves avec de l'eau chaude celles-ci seront attirées vers l'eau où elles
seront facilement repérées.
• Appareillage:
• Le plus simple est d'utiliser un entonnoir à robinet, à défaut pourra être employé un entonnoir
ordinaire se terminant par un tuyau de caoutchouc fermé d'une pince de Mohr.
• Dans cet entonnoir sera disposée une passoire métallique tapissée d'une voire deux couches de
papier fin (papier Kleenex dédoublé).
• Technique
• De l'eau chauffée à 45° est versée dans l'entonnoir jusqu'à mi-hauteur. La passoire métallique est
remplie de selles, pâteuses de préférence. Lorsque la passoire est placée dans l'entonnoir les selles
doivent affleurer le niveau de l'eau chaude.
• Deux à trois heures plus tard, l'eau est soutirée soit dans une boîte de Pétri que l'on examine à un
fort grossissement de loupe binoculaire soit dans un tube à centrifuger. Après 5 minutes de
centrifugation à 1500 à 2000 tours/minute, on regarde le culot.
• Résultat
• Si les selles sont assez récemment émises, si leur consistance permet la circulation des larves, les
chances de déceler ces dernières sont considérablement augmentées par rapport aux méthodes de
concentration habituelles.
Techniques de coloration
 l’examen parasitologique après coloration a des indications, en effet il est d’un grand secours dans l’identification et le
diagnostic différentiel entre espèce amibe essentiellement sous forme végétative, il est indispensable aussi pour le
diagnostic de certains protozoaire tel que cryptosporidies et Microsporidies
Entre lame et lamelle Sur lame En tube histologique
• Lugol
• MIF
zIEHL-NEELSEN
modifiée
MIF
• hématoxyline ferrique
• Trichrome (Webber)
• AVP trichrome
• KOHN noir chlorazol
l’hématoxyline ferrique
Trichrome (Webber)
AVP trichrome
 Le résultat
• Le compte-rendu devra donc exprimer dans l'ordre :
• les modalités du prélèvement (par exemple : selle émise au laboratoire ou
selles apportées) ;
• l'aspect macroscopique de la selle éventuellement son pH ;
• l'aspect microscopique sans et après coloration en précisant quelles
techniques de coloration ont été effectuées ;
• les techniques de concentration et les techniques spécifiques utilisées ;
• le nom et le nombre de parasites observés.
Recommandations• Amoebose
• Un examen parasitologique des selles doit être systématiquement prescrit 3 à 4 semaines après traitement afin de vérifier
l'absence de portage chronique de kystes d'amibes.
• Giardiose
• Un contrôle des selles 1 mois après la fin du traitement est conseillé. La persistance des parasites doit faire évoquer une
nouvelle contamination par défaut de respect des règles d'hygiène, une réinfection familiale ou un échec du traitement.
• Oxyurose
• En raison du cycle parasitaire, un nouveau traitement doit être administré 2 à 3 semaines après pour éviter l'auto-infestation et
la réinfestation Devant l'importante contagiosité,
• il est nécessaire de traiter simultanément tous les membres de la cellule familiale ou si possible de la collectivité.
• Anguillulose
• Tout sujet ayant vécu en zone d'endémie doit recevoir un traitement préventif avant toute corticothérapie au long cours, surtout
s'il présente une hyperéosinophilie sanguine, même modérée.
• Schistosomoses, ou bilharzioses
• Le traitement anti bilharzien ne doit pas être commencé en phase d'invasion car il peut aggraver la symptomatologie.
• Taeniasis
• il faut prescrire un contrôle parasitologique 3 mois après traitement .
• cysticercose
• Le traitement médicale nécessite une surveillance neurologique et, souvent, une corticothérapie associée pour éviter le
développement d'une hypertension intracrânienne qui pourrait résulter d'une lyse parasitaire intense

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conduite a tenir devant un prélèvement de selles en parasitologie

  • 1. Conduite à tenir devant un prélèvement de selles en parasitologie BENAISSA Youssef Université Djilali Liabes Faculté de médecine Département de pharmacie 4éme année (2017/2018)
  • 2. I. introduction • Divers prélèvements sont achemines chaque jour au laboratoire de parasitologie soit au mieux réalisés au seins même au laboratoire. • Pour orienter le biologiste dans sa recherche, chaque prélèvement doit être accompagne dune fiche de renseignement portant sur: L'identité du malade Nature du prélèvement Signes cliniques Orientations biologiques Signes radiologiques
  • 3.  L'identité du malade • Nom • Prénom • Age • Sexe • Adresse (habitat) • Profession (actuel et ancienne)
  • 4. Nature du prélèvement • Selles • Urines • Sang • LCR • LBA • Crachat (prélèvement moins sensible) • Cutané
  • 5. Signes cliniques • Nausée • Vomissement • Diarrhée • Douleurs abdominales • Lésions cutanées • prurit
  • 6. Orientations biologiques • Hémogramme: c'est le plus important ; il permet de déceler une anémie et/ou une hyperéosinophilie donc d'évoquer certaines parasitoses. • Vitesse de sédimentation. • Bilans biochimiques divers.
  • 7. Signes radiologiques • La vision de vers dans le duodénum par examen radiologique (transit oeso-gastroduodénal)est classique. • L'échographie, la scintigraphie apportent également des informations précieuses pour les atteintes hépatiques. • Pour le côlon, la radiographie et la coloscopie peuvent objectiver des lésions amibiennes (amoebome) ou permettre de repérer certains vers (trichocéphale).
  • 8.
  • 9. II. Conduit a tenir devant un prélèvement de selles • Moment de prélèvement • conditions de prélèvement • La conservation du prélèvement • La macroscopie du prélèvement • L'examen microscopique du prélèvement • Le résultat • Recommandations
  • 10. conditions de prélèvement • Eviter les aliments qui laissent beaucoup de résidus (crudités notamment peau de tomates, pommes de terre, petits pois, peau de pêche, poires, figues), ou des graisses ( noix, olives, cacahuètes, avocats). • prescrire au patient un régime alimentaire à faible résidu pendant les 3 jours qui précèdent le prélèvement,(ex: pâtes, riz, poisson). • Eviter les salade cuite, épinards parce qu'ils augmentent le volume fécal. • En cas de diarrhée, préférer l’émission des selles au laboratoire pour un examen dans l’heure qui suit.
  • 11. • Médicaments à interrompre si cela est thérapeutiquement possible: • tous les antiseptiques intestinaux qui, même s'ils ne sont pas totalement amoebicides sont souvent amoebostatiques et induisent des résultats faussement négatifs • les antibiotiques et les sulfamides qui, en agissant sur la flore intestinale, nuisent aux protozoaires et dont certains réduisent peut-être la fréquence de ponte des vers (aucune étude effectuée sur le sujet) • les laxatifs ou adsorbants intestinaux divers (charbon, mucilages). On fera cesser l'absorption des huiles de régime qui sont en réalité de l'huile de paraffine. • les produits opaques utilisés en radiologie, en particulier les composés barytes. • S’abstenir de prendre des médicaments à base de charbon, de sels de baryum, de magnésie, d’huiles purgatives, suppositoires, plusieurs jours avant d’envisager l’examen.
  • 12. • Pour le récipient: • Pour pouvoir observer la totalité de la selle, une boîte en matériau transparent est recommandée. Elle devra se fermer facilement après usage. • Sa contenance minimale doit être de 500 ml et son ouverture suffisante (10 à 15 cm de diamètre au minimum). • Un récipient trop grand laisserait la possibilité de souillure par les urines, en particulier pour les femmes, même en ayant recommandé à celles-ci d'uriner avant la défécation. • et bien sure doit être stérile. • A couvercle hermétique
  • 13. • Le prélèvement doit être réalisé au laboratoire de préférence • Si réalisé a domicile : délai d'acheminement doit pas dépasser 1h • Si examen différé, utiliser un fixateur ou milieu de transport, ex: • P.A.F:phenol, alcool, formol • P.V.A:alcool polyvinylique • M.I.F:merthiolate,iode,formol  CONSEQUENCES D’UN RETARD A EFFECTUER L’EXAMEN • une baisse de la température du prélèvement qui risque de lyser les protozoaires sous forme végétative. • Dans les pays chauds :il y a le risque de la dessiccation des selles et les germes et les mycètes se multiplient intensément, ce qui fausse l'examen direct.
  • 14. La conservation du prélèvement • Conservez votre échantillon de selles à 15-25°C si possible. • PAS DE CONGELATION, NI DE CONSERVATION AU FRAIS. • On peu utiliser le formol avec différentes concentrations selon la consistance des selles • On peu utiliser aussi : lAlcool polyvinylique 30% 10% 5% Liquide semi liquide dure
  • 15. La macroscopie du prélèvement • La consistance de la selle • La couleur de le selle • Présence d'éléments non parasitaires • Présence d'éléments parasitaires
  • 16. La consistance de la selle • Selle liquidienne (rarement parasitaire) • Semi-liquide, hétérogène • Dure, spongieuse • Grumeleuse ( excès de féculents non digérés) • Aspect de pate a modeler (abondance de lipides) on recherchera particulièrement les oeufs d'helminthes et les kystes de protozoaires
  • 17. La couleur de le selle • Normal: brune due a la présence se stercobiline • Noire: présence de sang, médication colorant les selles (bismuth, charbon) • Verte, ocre • décolorée
  • 18. Présence d'éléments non parasitaires • On doit noter la présence d’éléments non parasitaires : • Mucus: mélangé a la selles ou l'enrobant • sang: enrobe totalement ou partiellement la selle, on s'attachera à rechercher avant tout les formes végétatives des protozoaires. • résidus alimentaires: dus à la diarrhée, à une insuffisance de digestion • desquamation de la muqueuse intestinale.
  • 19. Présence d'éléments parasitaires • Il faut observer la présence éventuelle de certains parasites : • Nématodes : Oxyures et Ascaris adultes. • Cestodes : anneaux de Tænia (parfois animés de mouvements), scolex recherchés après thérapeutique. • Trématodes : ce n’est qu’à la suite d’une thérapeutique que les Douves adultes peuvent être expulsées.
  • 20. Les Nématodes seront lavés en eau physiologique, puis fixés au Demke, Le fixateur doit être versé bouillant sur les vers, dans un récipient que l’on ferme ; il doit agir au moins 2 heures. Les Cestodes doivent être lavés en eau physiologique puis éclaircis au Chloral-lactophénol :L’éclaircissement s’effectue entre lame et lamelle au dessus de la veilleuse du bec de gaz en renouvelant le réactif au fur et à mesure de son évaporation Les Trématodes, d’abord lavés en eau physiologique devront subir ensuite un relâchement une nuit à 4°C dans de l’eau ordinaire, et seront enfin fixés par le réactif de Demke.
  • 21. L'examen microscopique du prélèvement direct Techniques de concentration Techniques de coloration
  • 22. Examen direct la nature et la consistance du prélèvement Glaires muqueuses ou muco-sanguinolentes Selles liquides ou en bouse Selles moulées
  • 23. 1 – Glaires muqueuses ou muco-sanguinolentes • Recherche de formes végétatives d’amibes, d’oeufs de Schistosomes. • Utiliser de préférence, une platine chauffante à 37° C. • A l’aide d’un ensemenceur, prélever un fragment de glaire que l’on examinera entre lame et lamelle. Repérer les formes végétatives grâce à leur mouvement, noter l’hématophagie. • L’identification des formes végétatives peut être facilitée par une coloration au VF ou au Lugol. La chromatine ressort par contraste sur le cytoplasme beige clair. les structures nucléaires apparaissent foncées, le cytoplasme rose.
  • 24. 2 – Selles liquides ou en bouse • Recherche de formes végétatives et de kystes de Protozoaires, Coccidies, Microsporidies, oeufs et larves d’Helminthes. • Mêmes précautions que précédemment concernant les formes végétatives.
  • 25. 3 – Selles moulées • Recherche de kystes de Protozoaires, d’oeufs et larves d’Helminthes. • L’examen direct sera effectué parallèlement à la dilution avec le réactif de concentration Acéto-Acétique. • Cas particulier d’une suspicion de Bilharziose : effectuer un examen direct d’une dilution du produit de raclage de la surface des selles.
  • 26. Techniques de concentration On appelle concentrations les techniques par lesquelles on essaie, à partir de la grande quantité de matières fécales recueillies, d'obtenir dans un faible volume les oeufs, larves, kystes voire formes végétatives fixées de parasites par élimination des résidus de la digestion. Méthodes physico-chimiques Méthodes par éclaircissement Techniques de sédimentation Techniques de flottation Techniques diphasiques Méthodes biologiques • Méthode de Willis • Technique de Faust simplifiée • Méthode de Janeckso urbanyi • Méthode de TELEMAN RIVAS • Méthode de BAILENGER • Méthode de RITCHIE modifiée Technique de kato Technique de baermann
  • 27. méthodes Intérêt Inconvénients Déroulement sédimentation recommandée pour les larves d'anguillule et les oeufs d'ascaris non fécondés • De nombreuses cellules végétales (féculents en particulier) sédimentent aussi vite que les parasites recherchés • l'examen microscopique n'est pas toujours facile. Dix à vingt grammes de selles sont dilués dans 250 à 500 ml d'eau du robinet et le filtrat laissé dans un verre à pied. Après une heure, le surnageant est rejeté et le sédiment remis en suspension dans une même quantité d'eau. La même manipulation est renouvelée plusieurs fois jusqu'à obtention d'un liquide surnageant clair, Le culot est alors examiné. flottation Willis simplicité d'exécution, de la rapidité et d'un faible prix de revient (eau chlorurée sodique). Elle concentre bien les oeufs d'ancylostomidés et d'hyménolépidés. La solution de chlorure de sodium pénètre assez facilement dans les oeufs et il ne faut pas dépasser le temps prescrit dans le déroulement de la technique. Les selles sont diluées au dixième environ dans une solution aqueuse de chlorure de sodium à saturation (25 grammes dans 100 ml environ; densité 1 200), puis filtrées rapidement. La suspension obtenue est versée dans un tube jusqu'à la limite supérieure (léger bombement du liquide au dessus du bord). On place alors délicatement une lamelle qui doit recouvrir tout le tube sans bulle d'air. Un quart d'heure plus tard on retire la lamelle qui est déposée sur une lame et la lecture de la concentration est effectuée avant évaporation de l'eau et cristallisation du sel ce qui, en pays chaud, peut se produire rapidement. Faust simplifiée Alors que la méthode originale exige plusieurs sédimentations dans l'eau par centrifugation, avant la flottation, dans la méthode simplifiée on se contente d'une seule centrifugation. Cette méthode ne permet guère de trouver plus d'oeufs que la méthode de Willis. Elle exige l'utilisation d'une centrifugeuse. Les selles sont diluées au dixième environ dans une solution saturée de sulfate de bzinc (sulfate de zinc 331 g, eau qsp 1000 ml), tamisées et centrifugées environ une minute à 2300 tours/minute. Dès l'arrêt de la centrifugation, on prélève à l'anse métallique la couche superficielle qui contient les oeufs et on la dépose sur une lame pour examen. Janeckso urbanyi concentre bien les oeufs de grande douve, de schistosornes et d'ancylostomidés ainsi que les larves d'anguillule Elle concentre assez bien les embryophores de ténia et les oeufs de trichocéphale. La solution iodo- mercurique est toxique inefficace pour trouver les kystes sauf ceux de giardia. Trois à cinq grammes de selles sont triturés dans 20 ml de la solution iodomercurique (bi iodure de mercure 150 g, iodure de potassium 110 g et eau 400 ml). Pour préparer la solution : dissoudre l'iodure dans un peu d'eau, ajouter le bi iodure en remuant, puis après dissolution complète, ajouter le reste de l'eau. La densité obtenue est de 1 440. Après tamisage, le filtrat est centrifugé à 2 500 tours/mn pendant 3 à 4 minutes. La couche superficielle recueillie à l'aide d'une anse ou d'une baguette de verre aplatie en spatule est examinée au microscope dans le quart d'heure qui suit.
  • 28.
  • 29. méthodes Intérêt Inconvénients DéroulementDiphasiques TELEMAN RIVAS Facile à pratiquer, rapide, cette technique concentre bien les parasites les plus courants (Giardia, Entamoeba et oeufs de trichocéphale). La coque des kystes d'Entamoeba histolytica se dédouble lors de la centrifugation ce qui est un argument diagnostique intéressant Les oeufs de bilharzies, d'ascaris ou de grande douve restent dans la couche lipophile: c'est donc une méthode à déconseiller dans les pays où sévissent ces parasitoses. Le principe de ces techniques est de mélanger les selles avec une solution déterminée puis d'agiter le tout avec de l'éther avant de centrifuger pour recueillir oeufs et kystes. BAILENGER Elle est beaucoup plus fiable dans la recherche des kystes et des oeufs se concentrant bien dans un pH aux environs de 5 (giardia, amibes, trichocéphale, ankylostome).. Pour rechercher les oeufs de schistosome une autre technique est nécessaire. Les manipulations sont identiques à celles de la méthode de Telemann et Rivas. RITCHIE modifiée Elle concentre bien les oeufs d'ascaris et de schistosome. Le culot souvent volumineux est de lecture difficile. Mis à part le liquide de dilution, la technique est la même que pour la concentration de Teleman-Rivas.
  • 30.
  • 31. Technique de kato • Principe : C’est une technique de décoloration des selles qui permet de distinguer les oeufs de parasites dans une préparation des selles rendue translucide. • Réactif et matériel : Solution de glycérine-vert malachite • Glycérine …………………………………………………………………..100 ml • Eau distillée ……………………………………………………………….100 ml • Solution de vert malachite à 3 %...................................... 1 ml • Bandes de cellophane adhésive de 20 x 30 mm immergées dans la solution de glycérine pendant 24 heures. • Technique: • Sur une lame porte-objet, déposer 50 mg de selles, recouvrir par une des bandes de cellophane imprégnée, presser à l’aide d’un bouchon de caoutchouc pour répartir régulièrement la selle; • laisser éclaircir une heure à température ambiante. • Examiner rapidement car un sur-éclaircissement risquerait de faire passer inaperçu certains œufs (Ankylostomes, Schistosomes). • Les résultats sont rendus en nombre d’oeufs par gramme de selles.
  • 32. Méthode de Baermann • Principe: • Les larves rahbditoïdes d'anguillule ont un hydrothermotropisme positif. En mettant en contact des selles contenant des larves avec de l'eau chaude celles-ci seront attirées vers l'eau où elles seront facilement repérées. • Appareillage: • Le plus simple est d'utiliser un entonnoir à robinet, à défaut pourra être employé un entonnoir ordinaire se terminant par un tuyau de caoutchouc fermé d'une pince de Mohr. • Dans cet entonnoir sera disposée une passoire métallique tapissée d'une voire deux couches de papier fin (papier Kleenex dédoublé). • Technique • De l'eau chauffée à 45° est versée dans l'entonnoir jusqu'à mi-hauteur. La passoire métallique est remplie de selles, pâteuses de préférence. Lorsque la passoire est placée dans l'entonnoir les selles doivent affleurer le niveau de l'eau chaude. • Deux à trois heures plus tard, l'eau est soutirée soit dans une boîte de Pétri que l'on examine à un fort grossissement de loupe binoculaire soit dans un tube à centrifuger. Après 5 minutes de centrifugation à 1500 à 2000 tours/minute, on regarde le culot. • Résultat • Si les selles sont assez récemment émises, si leur consistance permet la circulation des larves, les chances de déceler ces dernières sont considérablement augmentées par rapport aux méthodes de concentration habituelles.
  • 33. Techniques de coloration  l’examen parasitologique après coloration a des indications, en effet il est d’un grand secours dans l’identification et le diagnostic différentiel entre espèce amibe essentiellement sous forme végétative, il est indispensable aussi pour le diagnostic de certains protozoaire tel que cryptosporidies et Microsporidies Entre lame et lamelle Sur lame En tube histologique • Lugol • MIF zIEHL-NEELSEN modifiée MIF • hématoxyline ferrique • Trichrome (Webber) • AVP trichrome • KOHN noir chlorazol
  • 34.
  • 35.
  • 39.  Le résultat • Le compte-rendu devra donc exprimer dans l'ordre : • les modalités du prélèvement (par exemple : selle émise au laboratoire ou selles apportées) ; • l'aspect macroscopique de la selle éventuellement son pH ; • l'aspect microscopique sans et après coloration en précisant quelles techniques de coloration ont été effectuées ; • les techniques de concentration et les techniques spécifiques utilisées ; • le nom et le nombre de parasites observés.
  • 40. Recommandations• Amoebose • Un examen parasitologique des selles doit être systématiquement prescrit 3 à 4 semaines après traitement afin de vérifier l'absence de portage chronique de kystes d'amibes. • Giardiose • Un contrôle des selles 1 mois après la fin du traitement est conseillé. La persistance des parasites doit faire évoquer une nouvelle contamination par défaut de respect des règles d'hygiène, une réinfection familiale ou un échec du traitement. • Oxyurose • En raison du cycle parasitaire, un nouveau traitement doit être administré 2 à 3 semaines après pour éviter l'auto-infestation et la réinfestation Devant l'importante contagiosité, • il est nécessaire de traiter simultanément tous les membres de la cellule familiale ou si possible de la collectivité. • Anguillulose • Tout sujet ayant vécu en zone d'endémie doit recevoir un traitement préventif avant toute corticothérapie au long cours, surtout s'il présente une hyperéosinophilie sanguine, même modérée. • Schistosomoses, ou bilharzioses • Le traitement anti bilharzien ne doit pas être commencé en phase d'invasion car il peut aggraver la symptomatologie. • Taeniasis • il faut prescrire un contrôle parasitologique 3 mois après traitement . • cysticercose • Le traitement médicale nécessite une surveillance neurologique et, souvent, une corticothérapie associée pour éviter le développement d'une hypertension intracrânienne qui pourrait résulter d'une lyse parasitaire intense