Le document traite des techniques d'examen parasitologique des selles, y compris la préparation du patient, les méthodes de prélèvement et de conservation, ainsi que les différentes techniques utilisées pour identifier les parasites et champignons. Il aborde également les parasites digestifs et extra-digestifs, les préparations microscopiques et les méthodes de concentration. Enfin, il décrit les différentes classifications et techniques de coloration utilisées dans l'analyse parasitologique.

1. DR. BENLARIBI IMANE HALIMA
Pharmacienne praticienne spécialiste
Assistante en Parasitologie _ Mycologie médicale
Année: 2018/2019

2. I. Définition /Indications/Limites
II. Préparation du malade
III. Prélèvement/ Technique de conservation
IV. Fiche de renseignement
V. Examen parasitologique des selles
VI. Examen après concentration
VII.Techniques de coloration
VIII.Coproculture en parasitologie

3. La coprologie parasitaire = l’examen
parasitologique des selles (EPS)
M.E.E et identification
Des parasites
et
champignons
vivant dans le
T.D
Selles :moyen
d’élimination
dans le milieu
extérieur

4. • Parasites digestifs
Intestinaux et des V.
biliaires:
Protozoaires (FV+ FK),

5. • Parasites digestifs
Intestinaux et des V.
biliaires:
Protozoaires (FV+ FK),
Helminthes (œufs, larves, adultes)

6. • Parasites digestifs
Intestinaux et des V.
biliaires:
Protozoaires (FV+ FK),
Helminthes (œufs, larves, adultes)

7. • Parasites digestifs
Intestinaux et des V.
biliaires:
Protozoaires (FV+ FK),
Helminthes (œufs, larves, adultes)
Partie de parasite (anneaux de Tænia)

8. • Parasites digestifs
Intestinaux et des V.
biliaires:
Protozoaires (FV+ FK),
Helminthes (œufs, larves, adultes)
Partie de parasite (anneaux de Tænia)
Champignons (Candida)

9. • Parasite extra digestifs:
– Pulmonaires déglutis :
Paragonimus

10. • Parasite extra digestifs:
– Pulmonaires déglutis :
Paragonimus
– Vasculaires:
Schistosoma mansoni

11. • Oxyures œufs sur la marge anale
Scotch test anal
• Tænia saginata anneaux sorts hors la défécation

12. Enterobius vermicularis

13. • Cas d’oxyures
• Cas de Tænia saginata Scotch test anal
• Phase coprologiquement muette Giardiose,Amibiase
Répéter l’examen 3 fois/ 3-4j d’intervalle
• Phase de migration larvaire Diagnostic Sérologique

14. Ascaris lumbricoides

15. • Eviction de médicaments opaques non
absorbables;
– Charbon végétal
– Produits de contraste
– Substances grasses: huile laxatif, suppositoires
↗volume de culot (centrifugation)/
pellicule de flottation

16. • Eviction d’aliments laissant beaucoup de
résidus;
– Légumes secs,
– Légumes verts,
– Fruits à cuticules résistantes
– Grains à enveloppes sclérifiées,
– Fruits à grains nombreuses et de petite taille

17. • Eviction d’aliments et médicaments colorants
les selles;
– Betterave
– Charbon
– Fumafer

18. • Avant toute thérapeutique Antiparasitaire.
– Ex: métronidazole, fluvermal …etc.

19. • Selles fraiches du matin;
• Dans une boite propre, sec, large couvercle,
fermée hermétiquement, étiquetée;
• 30 – 50 g de selles non mélangées aux urines.

20. • L’idéal au laboratoire;
• Rapidement acheminée au laboratoire (-1h)

21. Ankylostoma duodenale
Necator americanus

22. • L’idéal au laboratoire;
• Rapidement acheminée au laboratoire (-1h)
• Sinon la conservée dans un fixateur;

23. Technique But Réalisation Indication
Par le froid Conservation +4°C dans le frigo
•Kystes de protozoaires
•Œufs d’helminthes
Eau formolée
Conservation et
fixation
•Formol 10%
•Formol 5%
•Formol 20%
•Kystes de protozoaires et œufs
d’helminthes /selles pâteuses
•Formes végétatives +/-
•Kystes de protozoaires et œufs
d’helminthes /selles fermes.
•Œufs qui segmentent
Merthiolate iode
formol (MIF)
Conservation,
coloration et
concentration
•2,35 ml merthiolate
•0,15 ml lugol 5%
•Triturer 0,25g selles
•Formes végétatives (QQ
années)
•Kystes de protozoaires
(définitivement)
Alcool polyvinylique
(APV)
Conservation et
fixation de frottis pour
coloration
•APV
•Fixateur de
Schaudinn modifié
•Formes végétatives et kystes
d’amibes

24. Technique But Réalisation Indication
Par le froid Conservation +4°C dans le frigo
•Kystes de protozoaires
•Œufs d’helminthes
Eau formolée
Conservation et
fixation
•Formol 10%
•Formol 5%
•Formol 20%
•Kystes de protozoaires et œufs
d’helminthes /selles pâteuses
•Formes végétatives +/-
•Kystes de protozoaires et œufs
d’helminthes /selles fermes.
•Œufs qui segmentent
Merthiolate iode
formol (MIF)
Conservation,
coloration et
concentration
•2,35 ml merthiolate
•0,15 ml lugol 5%
•Triturer 0,25g selles
•Formes végétatives (QQ
années)
•Kystes de protozoaires
(définitivement)
Alcool polyvinylique
(APV)
Conservation et
fixation de frottis pour
coloration
•APV
•Fixateur de
Schaudinn modifié
•Formes végétatives et kystes
d’amibes

25. Technique But Réalisation Indication
Par le froid Conservation +4°C dans le frigo
•Kystes de protozoaires
•Œufs d’helminthes
Eau formolée
Conservation et
fixation
•Formol 10%
•Formol 5%
•Formol 20%
•Kystes de protozoaires et œufs
d’helminthes /selles pâteuses
•Formes végétatives +/-
•Kystes de protozoaires et œufs
d’helminthes /selles fermes.
•Œufs qui segmentent
Merthiolate iode
formol (MIF)
Conservation,
coloration et
concentration
•2,35 ml merthiolate
•0,15 ml lugol 5%
•Triturer 0,25g selles
•Formes végétatives (QQ
années)
•Kystes de protozoaires
(définitivement)
Alcool polyvinylique
(APV)
Conservation et
fixation de frottis pour
coloration
•APV
•Fixateur de
Schaudinn modifié
•Formes végétatives et kystes
d’amibes

26. Technique But Réalisation Indication
Par le froid Conservation +4°C dans le frigo
•Kystes de protozoaires
•Œufs d’helminthes
Eau formolée
Conservation et
fixation
•Formol 10%
•Formol 5%
•Formol 20%
•Kystes de protozoaires et œufs
d’helminthes /selles pâteuses
•Formes végétatives +/-
•Kystes de protozoaires et œufs
d’helminthes /selles fermes.
•Œufs qui segmentent
Merthiolate iode
formol (MIF)
Conservation,
coloration et
concentration
•2,35 ml merthiolate
•0,15 ml lugol 5%
•Triturer 0,25g selles
•Formes végétatives (QQ
années)
•Kystes de protozoaires
(définitivement)
Alcool polyvinylique
(APV)
Conservation et
fixation de frottis pour
coloration
•APV
•Fixateur de
Schaudinn modifié
•Formes végétatives et kystes
d’amibes

27. Conservation des vers
• 1ère étape: Lavage à l’eau physiologique
• 2ème étape: Fixation:
• 3ème étape: Conservation: alcool à 70°.
Nématodes
Alcool à 70° bouillant
Trématodes
Alcool à 70° bouillant,
1V Alcool à 70° bouillant
+1V formol 10%
Cestodes
Alcool à 70° bouillant,
90ml Alcool à 90° bouillant
+ 10ml formol

28. • Nom prénom âge du patient
• L’adresse(zone urbaine, rurale, d’endémie)
• La notion de séjour en zone d’endémie
• Les habitudes culinaires
• Le tableau clinique et les signes para clinique
• Notion d’un terrain d’immunodépression
• Notion de traitement en cours notamment antiparasitaire

30. Comporte obligatoirement:
L’examen direct entre lame et lamelle d’un
étalement mince de la selle fraîche ;
L’examen après une concentration par deux
méthodes de routine.

31. Examen direct
Comporte :
Un examen macroscopique e
Et
Un examen microscopique

32. Examen macroscopique
Consistance

33. Consistance:
• Teneur en eau + la vitesse de transit.
• Les selles : moulées, molles, très
molles ou liquides.
• +Mucus ou sang,.
• Indicateur: la présence de formes
végétatives ou de kystes de
protozoaires.

34. Consistance:
• Plusieurs prélèvement:
– Selles contiennent du sang et du
mucus,
– Selles liquides.
– Selles moulées.

35. Examen macroscopique
Consistance
Couleur

36. Couleur:
→ Stercobiline;
• Abondance et qualité de flux sanguin;
• Jaune ou ocre: la présence de bilirubine et stercobilinogène,
• Décolorée: obstacle sur les voies biliaires;
• Noire: la présence de sang digéré ou un médicament à base de
charbon.

37. Examen macroscopique
Consistance
Couleur
parasitaires
Eléments surajoutés
-Anneaux de Tænia

38. Examen macroscopique
Consistance
Couleur
parasitaires
Eléments surajoutés
-Anneaux de Tænia
-Adules d’Ascaris

39. Examen macroscopique
Consistance
Couleur
parasitaires
Eléments surajoutés
-Adules d’Oxyure
-Anneaux de Tænia
-Adules d’Ascaris

40. Examen macroscopique
Consistance
Couleur
parasitaires
Eléments surajoutés
Présence de sang, mucus…
-anneaux de Tænia
-adules d’Ascaris
-adules d’Oxyure

41. Aspect d’une selle normale:
• Poids: 110 – 150 g ;
• Couleur: brune ;
• Consistance: ferme moulée ;
• ph ≈ 7 ;
• Examen microscopique:
– Fibres musculaires bien digérées =corps de Nothnagel ;

42. Aspect d’une selle normale:
• Poids: 110 – 150 g ;
• Couleur: brune ;
• Consistance: ferme moulée ;
• ph ≈ 7 ;
• Examen microscopique:
– Fibres musculaires bien digérées =corps de Nothnagel ;
– Cellulose non digestible =poils et vaisseaux spiralés ;

43. Aspect d’une selle normale:
• Poids: 110 – 150 g ;
• Couleur: brune ;
• Consistance: ferme moulée ;
• ph ≈ 7 ;
• Examen microscopique:
– Fibres musculaires bien digérées =corps de Nothnagel ;
– Cellulose non digestible =poils et vaisseaux spiralés ;
– Amidon: régime est riche en féculents.

44. Etat frais (G Χ10,GΧ40)
selleVerre à pied
NaCL 9‰
Microscope optique
Lame + lamelle
Examen microscopique
Lugol
double à 1%

45. Examen microscopique
NB: Pour les selles glaireuses, on prélève
directement la glaire qu’on examine entre
lame et lamelle.

47. Examen microscopique
La préparation dans l’eau physiologique
Mobilité de trophozoites
de protozoaires et larves
d'helminthes

48. Examen microscopique
La préparation dans l’eau physiologique
Mobilité de trophozoites
de protozoaires et larves
d'helminthes
kystes de protozoaires

49. Kystes d’Entamoeba coli et d’Endolimax nanus

50. Kystes de Pseudolimax butschlii

51. Kystes de Chilomastix mesnili

52. Examen microscopique
La préparation dans l’eau physiologique
Mobilité de trophozoites
de protozoaires et larves
d'helminthes
kystes de protozoaires
Œufs d’helminthes.

53. Œuf de Taenia

54. Œuf d’ Hymenolepis nana

55. Œuf de Fasciola hepatica

56. Œufs de Dicrocoelium dendriticum

57. Œuf de Schistosoma mansoni

58. Œuf de Schistosoma intercalatum

59. Œufs d’Ascaris lumbricoides

60. Œuf de Trichirus trichiura

61. Examen microscopique
La préparation àl’iode
les kystes d'amibes et de
flagellés.
Les noyaux des kystes
(chromatine) en brun
foncé.

62. Kyste d’Entamoeba coli

63. Kyste de Enndolimax nanus

64. Kyste de Giardia intestinalis

65. Kyste de Chilomastix mesnili

66. Examen microscopique
La préparation àl’iode
les kystes d'amibes et de
flagellés.
Vacuole iodophile de
Pseudolimax butshlii.
Les noyaux des kystes
(chromatine) en brun
foncé.

69. But:
Réunir dans un faible volume les éléments
parasitaires initialement dispersées dans une
grande masse de fèces
• Sans intérêt pour les formes végétatives qu’elles altèrent.

70. Classification
Techniques de
concentration
Méthodes
physiques
Méthodes
physico-
chimiques
Méthodes par
éclaircissement
Méthodes
spéciales

71. Classification
Techniques de
concentration
Méthodes
physiques
Méthodes
physico-
chimiques
Méthodes par
éclaircissement
Méthodes
spéciales

72. Méthodes physiques:
• Principe: différence de densité entre réactif
diluant/parasite

73. Méthodes physiques:
Technique de
sédimentation
Technique de
flottaison
Densité
RF<P
Densité
RF>P
&

74. Méthodes physiques:
Technique de
sédimentation
Technique de
flottaison
Densité
RF<P
Densité
RF>P

75. L’eau
glycérinée
0,5%
Sédimentation 1h
Répéter nX
Surnageant limpide
Culot

76. Œufs de
Schistosoma
mansoni

77. Œufs d’Ascaris lumbricoides non fecondés

78. Larve rhabditoide de Strongyloides stercoralis (Anguillule)

79. Techniques de sédimentation
Simples + longues, à nombreuses manipulation
Non indiquées en routine

80. Méthodes physiques:
Technique de
sédimentation
Technique de
flottaison
Densité
RF<P
Densité
RF>P

81. Na Cl
25%
Tamisage
15-30 mn

82. Œufs des Ankylostomes
Œufs d’Ankylostoma
duodenale
Œufs ds Necator
americanus

83. Œufs d’ Hymenolepis nana

84. Classification
Techniques de
concentration
Méthodes
physiques
Méthodes
physico-
chimiques
Méthodes par
éclaircissement
Méthodes
spéciales

85. Méthodes physico-chimiques ou diphasiques:
Sédimentation
Coefficient de partage
entre 2 phases
LipophileHydrophile

86. Diluant
Homogénéiser
Tamiser
Ether
sulfurique
Centrifugation
1500t/mn pd3mn

87. Couche d’éther chargée de graisse.
Couche épaisse de débris lipophile.
Couche aqueuse.
Culot à examiner.

88. Diluant
Homogénéiser
Tamiser
Ether
sulfurique
Centrifugation
1500t/mn pd3mn

89. Techniques diphasiques
Technique Diluant Indication
BAILENGER Tampon acéto-acétique pH5 Kystes de protozoaires
RITCHIE SIMPLIFIÉE Formol à 10% Œufs d’helminthes et kystes
de protozoaire

90. Techniques diphasiques
Technique Diluant Indication
BAILENGER Tampon acéto-acétique pH5 Kystes de protozoaires
RITCHIE SIMPLIFIÉE Formol à 10% Œufs d’helminthes et kystes
de protozoaire

91. Classification
Techniques de
concentration
Méthodes
physiques
Méthodes
physico-
chimiques
Méthodes par
éclaircissement
Méthodes
spéciales

92. Méthode par éclaircissement
Technique qualitative
de KATO-KATZ
Technique
quantitative de KATO-
MIURA
Les œufs d’ helminthes particulièrement des
Schistosomes et larves d’ Anguillule

93. Tremper des rectangles de 2x5cm de cellophane pd 24h ds la solution A
(glycérine+ED+ vert malachite à 3%)
Déposer le rectangle sur un étalement de selles déjà tamisé
Retourner puis écraser la préparation sur un papier filtre
Lecture: 30-60mn après à l’ objectifx10

94. Classification
Techniques de
concentration
Méthodes
physiques
Méthodes
physico-
chimiques
Méthodes par
éclaircissement
Méthodes
spéciales

95. Méthodes spéciales
Méthode à la
cellophane adhésive
ou scotch test de
GRAHAM
Méthodes
d’extraction des
larves d’Anguillule

96. Méthodes spéciales
Méthode à la
cellophane adhésive
ou scotch test de
GRAHAM
Méthodes
d’extraction des
larves d’Anguillule

99. Méthodes spéciales
Méthode à la
cellophane adhésive
ou scotch test de
GRAHAM
Méthodes
d’extraction des
larves d’Anguillule

100. 2-3h 10ml
Centrifugation1500t/mn
pd3-5mn

103. Indication
• Identification/dgc différentiel: espèces d’amibes (FV++)
• Conservation du matériel didactique
• Envoi vers un autre labo (avis)
• Indispensable : dgc cryptosporidies et microsporidies.

104. Classification
Techniques
de coloration
Colorations
instantanées entre
lame et lamelle
Colorations de
frottis secs ou
humides
Colorations
spécifiques

105. Classification
Techniques
de coloration
Colorations
instantanées
Colorations de
frottis secs ou
humides
Colorations
spécifiques

106. Colorations instantanées
Méthode de Bailenger
Méthode de Sapero
Lawless et Strome
(MIF)

107. Colorations instantanées
Méthode de Bailenger
Méthode de Sapero
Lawless et Strome

108. Eau phy
0,9%
HomogénéiserCOLORANT
DE
BAILENGER

110. Colorations instantanées
Méthode de Bailenger
Méthode de Sapero
Lawless et Strome
Sur lame Sur tube

111. Eau phy
0,9%
HomogénéiserColorant MIF
Immédiat ou
après 20-30mn
Méthode de Sapero Lawless et Strome
–sur lame-

114. Méthode de Sapero Lawless et Strome
–sur lame-
• Indication: Selles glaireuses.
• Préparation ne se conserve que pendant qq heures.

115. Colorations instantanées
Méthode de Bailenger
Méthode de Sapero
Lawless et Strome
Sur lame Sur tube

116. 0,25g de selles
0,15 ml de Solution
de lugol à 5%
2,35 ml de Solution
mère de merthiolate
Mélanger
Immédiat/20-30mn

117. Méthode de Sapero Lawless et Strome
–en tube-
• Résultats: Idem à la coloration sur lame.
• Conservation des protozoaires colorés est définitive
(bien boucher le tube)

118. Méthode de Sapero Lawless et Strome
–en tube-
• Indication:
Qq soit la consistance des selles
Fixation+ conservation +coloration.

124. Classification
Techniques
de coloration
Colorations
instantanées entre
lame et lamelle
Colorations de
frottis secs ou
humides
Colorations
spécifiques

125. Colorations de frottis humides
Technique de KOHN au noir
chlorazol
Technique de Heidenhain à
l’hématoxyline ferrique.
Technique au Trichrome de
Wheatley.

126. Colorations de frottis secs
Technique de Brooke et
Goldman

127. Confection du frottis:

128. Confection du frottis:
Selle liquidienne→ frottis sanguin

129. Colorations de frottis humides
Technique de KOHN au noir
chlorazol
Technique de Heidenhain à
l’hématoxyline ferrique.
Technique au Trichrome de
Wheatley.

130. Technique de KOHN au noir chlorazol
Noir
chlorazol
8-10h
Alcool
60°
Lavage à l’eau de
robinet
Alcool
70°
Alcool
80°
Alcool
95°
Xylène
X100 à l’immersion

132. Colorations de frottis secs ou humides
Technique de KOHN au noir
chlorazol
Technique de Heidenhain à
l’hématoxyline ferrique.
Technique au Trichrome de
Wheatley.

135. Colorations de frottis secs ou humides
Technique de KOHN au noir
chlorazol
Technique de Heidenhain à
l’hématoxyline ferrique.
Technique au Trichrome de
Wheatley.

136. Technique de Heidenhain à
l’hématoxyline ferrique
En 3tps:
1er tps: Fixation (Schaudinn acétique)
2ème tps: Coloration (l’hématoxyline ferrique)
3ème tps: Différentiation (l’alun de fer)

138. Technique de Heidenhain à
l’hématoxyline ferrique
• Donne de bons résultats + Conservation indéfinie.
mais
• Longue et délicate: pas pour routine.

140. Coproculture en protozoologie
• Nécessite:
– Milieux spéciaux;
– Suivi sur plusieurs jours;
– Compétence parfaite du technicien;
• Permet:
– Multiplication des protozoaires→ ↗% (+)
– Ts protozoaires: mêmes milieux sauf: Giardia intestinalis.
• Trophozoïtes+++ vivaces/ kystes (48h à T° labo)

141. Coproculture en protozoologie
Indication:
Recherche :
Grand nombre d’amibes
Étude morphologique
Biochimique
Production d’Ag.
Diagnostic:
Forte suspicion d’amibiase
EPS successifs (_).

142. Coproculture en protozoologie
Type de culture:
Cultures polyxéniques:
Flore microbienne
indéfinie
Cultures axéniques:
Bactériologiquement pure.
Cultures monoxéniques:
Une seule espèce bien définie
de microorganisme

143. Coproculture en protozoologie
Composition des milieux de culture:
Support coagulé:
Sérum de cheval ou Œuf
total…+ Gélose
Élément figuré:
Amidon de riz, Hématies, Sg
total…
Solution saline:
Ringer, Eau phy, Bouillon, Eau
peptonée…
+: Sérum de cheval ou Albumine
d’œuf…
pH 7,2 et 7,6.

144. Phase liquide
Élément figuré Phase solide

145. Phase liquide:
6V solution de Ringer+
1V sérum du cheval
Élément figuré:
amidon de riz
Phase solide:
Sérum de cheval coagulé en plan
incliné
Milieu diphasique de DOBELL et LAIDLAW:

146. Coproculture en protozoologie
Milieu diphasique de DOBELL et LAIDLAW :
2 tubes réchauffés à 37°C
Selles fermes ou pâteuses: Anse de platine stérile
Selles liquides ou mucosités: Pipette Pasteur stérile/1ml
Fond du tube
L’étuve à 37°C

148. Coproculture en protozoologie
Milieu diphasique de DOBELL et LAIDLAW :
1er contrôle: après 24h
Si (-): après 48h
Repiquage 24h ou 48h après
liquide au contact d’amidon et du plan coagulé/pipette
Amibes très mobiles/même aspect que ds les selles

149. Coproculture en protozoologie
• Milieu LMS: liquide, polyxénique
• Milieu Diamond: milieu axénique
– Milieu Diamond: protozoaires intestinaux
– Milieu HSP3M2: flagellés(Giardia intestinalis), Diamond modifié
– Milieu TYI-S-33: Diamond modifié

150. Coproculture en helminthologie:
Principe:
Larves émises /selles → -- conditions--→
Stade d’adultes libres →
Larves nombreuses de 2ème génération /milieu
de culture.

151. Coproculture en helminthologie:
Indication:
• Dgc + de l’anguillulose
• Dgc différentiel entre larves d’Anguillule et:
– Ankylostomes
– Larves de nématodes libres

152. Coproculture en helminthologie:
Types de culture:
Charbon Papier buvard

153. Ttes les méthodes doivent être faites avec
précautions vu le risque de
contamination par les larves strongyloïdes
infestantes (voie transcutanée)

154. Méthode de HO-THI-SANG:

155. Méthode de HO-THI-SANG:

156. Méthode de Harada et Mori:

157. Pour toutes les deux méthodes:
• Incubation: à 25°C
• Lecture: 48h après, jusqu’à 15j par examen
quotidien

158. Méthode de Ho-Thi-Sang Méthode de Harada et Mori
•Recherche s/loupe binoculaire
ds les gouttelettes d’eau de
condensation sur le couvercle
•Examiner l’eau stérile issue de
lavage de la surface ,accumulée
à la périphérie libre de culture
•Dispositif spécial permet
d’éclaircir le fond du tube,
examiner s/loupe
•Examiner le liquide à la loupe
•Examiner le culot de
centrifugation du liquide s/loupe
Recherche des larves

159. Méthode de Ho-Thi-Sang Méthode de Harada et Mori
•Recherche s/loupe binoculaire
ds les gouttelettes d’eau de
condensation
•Examiner l’eau stérile issue de
lavage de la surface ,accumulé
à la périphérie libre de culture
•Examiner le liquide à la loupe
•Examiner le culot de
centrifugation du liquide s/loupe
Recherche des larves

160. Cycle évolutif de
Strongyloides stercoralis

161. Cycle évolutif des Ankylostomes

162. 48h 2-4j 7ème j Longévité
Ankylostomes
Larves
strongyloïdes
Larves
strongyloïdes
Larves
strongyloïdes
Infestantes
entourées de leur
mue ss que ceci
nuire à leur
mobilité
2-3semaines
Anguillule
Larves
strongyloïdes,
formes
infestantes
issues de
transformation
des larves
rhabditoïdes
Larves
strongyloïdes
+
adultes mâle et
femelle
Larves
strongyloïdes
Infestantes nées
des adultes libres
non entourées de
la mue de stade
précédent
1semaine
Culture positive

163. Cycle évolutif des Ankylostomes

164. 48h 2-4j 7ème j Longévité
Ankylostomes
Larves
strongyloïdes
Larves
strongyloïdes
Larves
strongyloïdes
Infestantes
entourées de leur
mue ss que ceci
nuire à leur
mobilité
2-3semaines
Anguillule
Larves
strongyloïdes,
formes
infestantes
issues de
transformation
des larves
rhabditoïdes
Larves
strongyloïdes
+
adultes mâle et
femelle
Larves
strongyloïdes
Infestantes nées
des adultes libres
non entourées de
la mue de stade
précédent
1semaine
Culture positive

165. Cycle évolutif de
Strongyloides stercoralis

166. 48h 2-4j 7ème j Longévité
Ankylostomes
Larves
strongyloïdes
Larves
strongyloïdes
Larves
strongyloïdes
Infestantes
entourées de leur
mue ss que ceci
nuire à leur
mobilité
2-3semaines
Anguillule
Larves
strongyloïdes,
formes
infestantes
issues de
transformation
des larves
rhabditoïdes
Larves
strongyloïdes
+
adultes mâle et
femelle
Larves
strongyloïdes
Infestantes nées
des adultes libres
non entourées de
la mue de stade
précédent
1semaine
Culture positive

167. Cycle évolutif des Ankylostomes

168. 48h 2-4j 7ème j Longévité
Ankylostomes
Larves
strongyloïdes
Larves
strongyloïdes
Larves
strongyloïdes
Infestantes
entourées de leur
mue ss que ceci
nuire à leur
mobilité
2-3semaines
Anguillule
Larves
strongyloïdes,
formes
infestantes
issues de
transformation
des larves
rhabditoïdes
Larves
strongyloïdes
+
adultes mâle et
femelle
Larves
strongyloïdes
Infestantes nées
des adultes libres
non entourées de
la mue de stade
précédent
1semaine
Culture positive

169. Cycle évolutif de
Strongyloides stercoralis

170. 48h 2-4j 7ème j Longévité
Ankylostomes
Larves
strongyloïdes
Larves
strongyloïdes
Larves
strongyloïdes
Infestantes
2-3semaines
Anguillule
Larves
strongyloïdes,
formes
infestantes
issues de
transformation
des larves
rhabditoïdes
Larves
strongyloïdes
+
adultes mâle et
femelle
Larves
strongyloïdes
Infestantes nées
des adultes libres
non entourées de
la mue de stade
précédent
1semaine
Culture positive

171. Cycle évolutif des Ankylostomes

172. 48h 2-4j 7ème j Longévité
Ankylostomes
Larves
strongyloïdes
Larves
strongyloïdes
Larves
strongyloïdes
Infestantes
entourées de leur
mue ss que ceci
nuire à leur
mobilité
2-3semaines
Anguillule
Larves
strongyloïdes,
formes
infestantes
issues de
transformation
des larves
rhabditoïdes
Larves
strongyloïdes
+
adultes mâle et
femelle
Larves
strongyloïdes
Infestantes nées
des adultes libres
non entourées de
la mue de stade
précédent
1semaine
Culture positive

173. Cycle évolutif de
Strongyloides stercoralis

174. 48h 2-4j 7ème j Longévité
Ankylostomes
Larves
strongyloïdes
Larves
strongyloïdes
Larves
strongyloïdes
Infestantes
entourées de leur
mue ss que ceci
nuire à leur
mobilité
2-3 semaines
Anguillule
Larves
strongyloïdes,
formes
infestantes
issues de
transformation
des larves
rhabditoïdes
Larves
strongyloïdes
+
adultes mâle et
femelle
Larves
strongyloïdes
Infestantes nées
des adultes libres
non entourées de
la mue de stade
précédent
1 semaine
Culture positive

175. La maîtrise et l'excellence s'acquièrent par
la persévérance dans le travail, la pratique,
la répétition et la concentration, dans un
long processus d'apprentissage. Didier
Court

176. • Référence :
1. Y.J.Golvan, P.Ambroise-Thomas. Les nouvelles techniques en parasitologie.
Paris, 1990. ISBN: 2-257-13107-X.
2. Diagnostic de laboratoire en parasitologie, tome 1.
3. Anofel 4.
4. C. Moulinier. Parasitologie et mycologie médicales, éléments de
morphologie et biologie. Paris, 2003.ISBN:2-7430-0488-6.
5. V.Guillaume. Fiches pratiques parasitologie. INSB 978-2-8041-5038-8. Paris,
2007.
6. J.C.Pitithory.Cahier de formation biologie médicale N°11 septembre 98 -
amibes et flagellés intestinaux, amibes oculaires leur diagnostic
microscopique - septembre 98 .
7. I. Achir, B.Hamrioui. Grands cours d’institut Pasteur d’Algérie, La coprologie
parasitaire, parasitologie pratique.